# Unidade 3 - Helmintos (Nematodeos, Cestodeos e Trematodeos) e Metodos Coproparasitologicos

Modulo de Formacao Tecnica e Fundamentacao Cientifica - Acervo Integrativia.

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Introducao Geral a Unidade

O estudo de Helmintos (Nematodeos, Cestodeos e Trematodeos) e Metodos Coproparasitologicos na disciplina de Parasitologia Clinica e Helmintologia Medica estabelece as bases conceituais, metodologicas e praticas indispensaveis para a formacao e atuacao tecnica do profissional biomedico e de saude, integrando a fundamentacao cientifica aos protocolos laboratoriais, interpretacao analitica e conduta clinica integrada.

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1 INTRODUÇÃO

Prezado acadêmico, seja bem-vindo à Unidade 3 do Livro Didático Parasi­ tologia Clínica. Extenso foi o aprendizado até aqui, não é mesmo? Então, prepara-se para colocar em prática toda a teoria abordada até o momento, pois vamos iniciar a nossa jornada pelo diagnóstico laboratorial realizado no setor de parasitologia. Nas unidades anteriores, abordamos os parasitas mais comumente encontrados no setor de parasitologia, suas formas parasitárias e seus ciclos de vida dentro e fora do hospedeiro. Neste tópico, discutiremos sobre a importância das fases que antecedem a análise da amostra, bem como as metodologias relacionadas à pesquisa de helmintos.

TÓPICO 1 —

DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE PARASITOSES CAUSADAS POR HELMINTOS

2 FASE PRÉ-ANALÍTICA E SUA IMPORTÂNCIA NO RESULTADO

DOS EXAMES Em análises clínicas, inúmeros fatores podem alterar os resultados dos exames. A fase pré-analítica (requisição do exame, coleta, identificação das amos­ tras, armazenamento e transporte de amostras) (BRASIL, 2005) é uma etapa cru­ cial para um diagnóstico fidedigno à realidade do caso clínico do paciente. Os exames laboratoriais são responsáveis por aproximadamente 70% das decisões tomadas pelos médicos em seus diagnósticos (CODAGNONE et al., 2014; GUIM­ ARÃES et al., 2011; PLEBANI, 2004), sendo que 60 a 90% dos erros são observados na fase pré-analítica (CODAGNONE et al., 2014; GUIMARÃES et al., 2011). Assim, é possível entender a importância da coleta e do armazenamento adequados da amostra visando ao melhor diagnóstico. Para isso, é fundamental que a amostra seja coletada sem contaminação, em recipiente apropriado, e ana­ lisada o mais rapidamente possível – quando necessário, pode-se fazer uso de métodos de conservação para posterior análise do material fecal (CARLI, 2011).

2.1 COLETA, ARMAZENAMENTO E TRANSPORTE

DE AMOSTRAS A coleta de amostras fecais refere-se a amostras formadas, pastosas, aquo­ sas ou liquefeitas – é importante ressaltar que as amostras diarreicas podem ser

UNIDADE 3 — MÉTODOS UTILIZADOS NO DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DAS PARASITOSES

TÓPICO 1 — DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE PARASITOSES CAUSADAS POR HELMINTOS

Devido à variedade de ciclos de vida dos parasitos, recomenda-se realizar co­ letas em diferentes dias, para se ter um diagnóstico mais assertivo (SBPC/ML, 2014). O laboratório de análises clínicas Hermes Pardini, referência pela qualidade das aná­ lises, solicita que a coleta seja feita conforme instrução médica e, quando não houver essa informação, o paciente deve coletar três amostras em dias diferentes e colocá-las no mesmo frasco, com conservante de mertiolato, iodo e formol (MIF), cuja validade é de 30 dias em temperatura ambiente (HERMES PARDINI, 2020). As amostras sem conservante devem ser coletadas e entregues ao laboratório em até 2 horas (HERMES PARDINI, 2020), enquanto amostras liquefeitas ou diar­ reicas devem ser analisadas em, no máximo, 30 minutos após a coleta. O transporte das amostras deve ocorrer em tempo hábil para realização dos testes e, se necessária refrigeração, utiliza-se caixa de transporte contendo gelo reciclável (SBPC/ML, 2014).

3 PESQUISA LABORATORIAL DE HELMINTOS

Os helmintos, também denominados vermes, enquadram-se no grupo de parasitas considerados mais recorrentes na espécie humana. Esse amplo grupo de parasitas está distribuído, conforme discutido na Unidade 1, em três filos: Pla­ tyhelminthes, Nematoda e Acanthocephala (NEVES, 2016). No entanto, somente os dois primeiros são amplamente observados como causa de parasitose humana. O filo Acanthocephala raramente acomete os seres humanos – por essa razão, não iremos abranger esses parasitas na abordagem deste tópico. Os helmintos abor­ dados na Unidade 1 são: 1. Ascaris lumbricoides. 2. Enterobius vermicularis. 3. Trichuris trichiura. 4. Strongyloides stercoralis. 5. Ancylostoma duodenale, Necatur americanus, Ancylostoma brasiliensis e Ancylos­ toma caninum. 6. Toxocara canis. 7. Schistosoma mansoni. 8. Fasciola hepatica. 9. Taenia solium e Taenia saginata. 10. Hymenolepis nana. 11. Echinococcus granulosus. A seguir, discutiremos mais detalhadamente o diagnóstico de alguns desses helmintos.

UNIDADE 3 — MÉTODOS UTILIZADOS NO DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DAS PARASITOSES

3.1 DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE ASCARIS LUMBRICOIDES O diagnóstico laboratorial de Ascaris lumbricoides pode ser realizado por meio de exames de fezes ou imunológicos. Quando nos referimos aos exames de fezes, pode­ mos citar o teste direto, o método de Hoffman ou o método de Kato-Katz (REY, 2011). O método direto a fresco tem por objetivo obter um panorama da carga pa­ rasitária do paciente e um diagnóstico rápido, observar a motilidade dos parasitos e visualizar parasitos que podem passar despercebidos nas técnicas de concentração (Figura 2). Por ser um método fácil, rápido e por permitir a visualização de diferen­ tes formas parasitárias, é um dos mais utilizados na rotina clínica (CARLI, 2011). FIGURA 2 – VERMES ADULTOS (FÊMEA E MACHO, RESPECTIVAMENTE) DE ASCARIS LUMBRI­ COIDES, QUE PODEM SER VISTOS MACROSCOPICAMENTE NAS FEZES FONTE: https://shutr.bz/3iCLZon. Acesso em: 17 set. 2020. Nesse método, o procedimento abrange: • Diluir as fezes em salina a 0,85%. • Colocar uma gota da suspensão em uma lâmina. • Adicionar uma gota de solução de iodo de lugol. • Cobrir a amostra com uma lamínula. • Observar, ao microscópio, focando na objetiva de 10X e analisando, posterior­ mente, na objetiva de 40X (Figura 3). Em caso de amostras diarreicas, a diluição com salina não é necessária (CARLI, 2011; MOLINARO; CAPUTO; AMENDOEIRA, 2012).

TÓPICO 1 — DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE PARASITOSES CAUSADAS POR HELMINTOS

UNIDADE 3 — MÉTODOS UTILIZADOS NO DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DAS PARASITOSES

É importante observar que infecções causadas por vermes fêmeas origi­ nam somente ovos inférteis, enquanto infecções por vermes machos não têm pre­ sença de ovos nas fezes (NEVES, 2011).

3.2 DIAGNÓSTICO

TÓPICO 1 — DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE PARASITOSES CAUSADAS POR HELMINTOS

Devem-se realizar os seguintes procedimentos (NEVES, 2011): • Colocar uma fita adesiva sobre o tubo de ensaio, com a parte adesiva exposta. • Em uma das extremidades, colocar a identificação do paciente. • Colocar o tubo contendo a fita adesiva entre as nádegas, para que a região das pregas anais seja alcançada, mas sem introduzir o tubo no ânus. • Remover o tubo contendo a fita da região anal e colocar a fita sobre a lâmina identificada. • Para auxiliar na visualização, pode-se colocar uma gota de tolueno, xileno ou iodo-xilol entre a lâmina e a fita (CARLI, 2011). • Observar ao microscópio. FIGURA 6 – VERMES ADULTOS DE ENTEROBIUS VERMICULARIS QUE PODEM SER OBSERVA­ DOS NA REGIÃO ANAL, NAS ROUPAS ÍNTIMAS OU NA FITA ADESIVA FONTE: http://atlasparasitologia.sites.uff.br/?cat=34. Acesso em: 17 set. 2020. FIGURA 7 – OVOS DE ENTEROBIUS VERMICULARIS FONTE: https://bit.ly/34uE1Zd. Acesso em: 17 set. 2020.

UNIDADE 3 — MÉTODOS UTILIZADOS NO DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DAS PARASITOSES

Acadêmico, assista ao vídeo a seguir para visualizar a realização da técnica: https://bit.ly/3jAs2ja. DICAS

3.3 DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE TRICHURIS TRICHIURA

QUADRO 2 – DIAGNÓSTICO DE TRICURÍASE COM BASE NA QUANTIFICAÇÃO DE OVOS/LARVAS Grau de infecção Quantidade de ovos contados Infecção leve Menos de 5.000 ovos/g de fezes Infecção regular 5.000 a 10.000 ovos/g de fezes Infecção pesada Mais de 10.000 ovos/g de fezes FONTE: Adaptado de Rey (2011)

3.4 DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE STRONGYLOIDES

STERCORALIS O diagnóstico laboratorial de estrongiloidíase em amostras de fezes ba­ seia-se na busca pela larva do parasita, pois os ovos eclodem assim que chegam na mucosa intestinal, sendo raramente encontrados nas amostras fecais. A larva rabditoide é habitualmente encontrada, porém, larvas filarioides podem ser vis­ tas em pacientes com trânsito intestinal lento (REY, 2011). Os métodos de Baermann (1917) e de Rugai, Mattos e Brisola (1954) são considerados ideais para a pesquisa de larvas de S. stercoralis, pois, por meio de hidro e termotropismo desse parasito, as larvas migram para o fundo de um tubo cônico, facilitando a sua detecção (CARLI, 2011). No entanto, será abordado so­ mente o método de Rugai, por ser o mais recente. FIGURA 11 – MÉTODO DE RUGAI FONTE: Adaptada de Rey (2011) Para o método de Rugai, os seguintes procedimentos devem ser realizados (RUGAI; MATTOS; BRISOLA, 1954): • Abrir o recipiente contendo as fezes e colocar uma gaze, dobrada duas vezes, em contato com as fezes. • Em um copo cônico de sedimentação, acrescentar 70 a 100 ml de água aque­ cida a 45 °C.

3.5 DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE ANCILOSTOMÍDEOS

O diagnóstico laboratorial de ancilostomídeos (Ancylostoma duodenale, Ne­ catur americanus, Ancylostoma brasiliensis e Ancylostoma caninum) baseia-se na pes­ quisa dos ovos dos parasitos nas amostras de fezes, na observação e na anamnese do paciente. Conforme apontado na Unidade 1, a diferenciação das espécies de ancilostomídeos somente pela observação dos ovos é inviável, devido à alta simi­ laridade entre eles (CIMERMAN; CIMERMAN, 2005). As técnicas de flutuação em sulfato de zinco são comumente empregadas para a identificação dos ovos de ancilostomídeos, sendo a técnica de centrífugo-flu­ tuação, proposta por Faust et al. (1939), uma adaptação da flutuação de Willis (1921). Como a técnica de Faust é utilizada no diagnóstico de diversos parasitas, a seguir, são descritos os procedimentos para a realização do método de Willis (CARLI, 2011):

• Preparar a solução de sulfato de zinco (densidade 1,18 g/ml), adicionando 330 g de cristais de sulfato de zinco a 670 ml de água destilada-deionizada. • Colocar 1 a 2 g de fezes em um recipiente com volume máximo de 20 ml. • Completar com 5 ml de solução saturada de sulfato de zinco e misturar até obter uma solução homogênea. • Completar o volume do recipiente com a solução de sulfato de zinco até a borda. • Colocar uma lâmina ou lamínula (dependendo do recipiente escolhido) sobre a borda do recipiente, mantendo-a em contato com o líquido. • Deixar a lâmina/lamínula em contato com o líquido por 20 minutos. • Remover a lâmina/lamínula e colocar uma lamínula sobre a amostra, exami­ nando e buscando ovos de ancilostomídeos no microscópio. FIGURA 13 – MÉTODO DE WILLIS E FLUTUAÇÃO EM SULFATO DE ZINCO FONTE: As autoras FIGURA 14 – OVOS DE ANCILOSTOMÍDEOS EM AMOSTRAS DE FEZES FONTE: https://shutr.bz/3nrNmtM. Acesso em: 17 set. 2020.

3.6 DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE TOXOCARA CANIS

O diagnóstico laboratorial de toxocaríase no ser humano, causado pela larva migrans visceral (LMV), é complexo e, geralmente, envolve histórico clínico do paciente, exames hematológicos, radiológicos e imunológicos (REY, 2011). Em cães, os ovos podem ser detectados em exames de fezes (NEVES, 2011). No ser humano, o diagnóstico da larva migrans pode ser feito a partir da biópsia do tecido acometido (Figura 15), embora, com frequência, os resultados são inconclusivos, pois a visualização das larvas é escassa (NEVES, 2011). FIGURA 15 – LARVA DE TOXOCARA SP., EM CORTE LONGITUDINAL, NO TECIDO HEPÁTICO FONTE: https://bit.ly/3iBYYXd. Acesso em: 17 set. 2020. FIGURA 16 – OVO DE TOXOCARA CANIS EM CÃES FONTE: https://bit.ly/34tfPXj. Acesso em: 17 set. 2020.

3.7 DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE SCHISTOSOMA

MANSONI O diagnóstico laboratorial de esquistossomose baseia-se na pesquisa das formas parasitárias nas amostras de fezes, bem como na biópsia retal e em testes imunológicos (REY, 2011; NEVES, 2011). Entre os testes realizados em amostras de fezes, o método de Kato-Katz é o mais recomendado (REY, 2011).

O método de Kato-Katz consiste em uma metodologia de contagem, visando a estimar o número de helmintos que o indivíduo infectado está albergando (REY, 2011), tendo sido proposto, inicialmente, por Kato e Miura (1954), aperfeiçoado por Kato (1960) e adaptado por Katz, Chaves e Pellegrino (1972) (Figura 18), foi extensamente utilizado e aprovado pela Organização Mundial da Saúde (OMS) não somente para o diagnóstico de parasitoses causadas por helmintos, como também para a avaliação do efeito anti-helmíntico de novos compostos e estudos epidemiológicos (CARLI, 2011). FIGURA 18 – KIT HELM TESTE, PRODUZIDO PELO INSTITUTO DE TECNOLOGIA EM IMUNOLÓ­ GICOS (BIOMANGUINHOS) DA FUNDAÇÃO OSWALDO CRUZ (FIOCRUZ) FONTE: https://bit.ly/2SAPbGc. Acesso em: 18 set. 2020. Um dos diferenciais da técnica (Figura 19) está no uso de uma porção significa­ tiva de fezes (50 a 60 g) sem a necessidade de outras técnicas de concentração, utilizando ainda uma lamínula de celofane previamente imergida em solução aquosa de glicerina e verde de malaquita, a qual permite melhor visualização das formas parasitárias. Outro ponto importante nesse método, é que a amostra deve ser recém-coletada ou refrigerada por um curto espaço de tempo, sem uso de conservantes, para que não ocorram interfe­ rências na ação da glicerina. Ao adicionar azina sódica em pó às fezes, o analista obtém mais segurança para observar os ovos do helminto, evitando a embriogênese e reduzin­ do a atividade bacteriana na amostra (CARLI, 2011; GONÇALVES et al., 1988). FIGURA 19 – PREPARAÇÃO DE LÂMINA UTILIZANDO O MÉTODO DE KATO-KATZ FONTE: Adaptada de Carli (2011)

3.8 DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE TAENIA SOLIUM,

TAENIA SAGINATA E HYMENOLEPIS NANA O diagnóstico laboratorial de teníase baseia-se na pesquisa das formas parasitá­ rias nas fezes ou nas pregas anais, por meio do método de Graham (abordado anterior­ mente). A liberação das proglotes auxilia e direciona o diagnóstico, uma vez que as de Taenia soluim são expelidas passivamente durante a evacuação (3 a 6 proglotes), enquanto as proglotes de Taenia saginata podem ser encontradas nas roupas íntimas e roupas de cama, pois têm a característica de forçar a sua passagem pelo orifício anal (REY, 2011). FIGURA 22 – ILUSTRAÇÃO DAS PROGLOTES FONTE: https://shutr.bz/2HVWcPW. Acesso em: 18 set. 2020.

As técnicas para o diagnóstico de parasitoses causadas por helmintos são rápi­ das e de fácil execução. Apesar de algumas terem sido desenvolvidas para a pesquisa de um parasita em específico, a maioria permite a visualização de mais de uma espécie. No tópico seguinte, iremos discutir sobre parasitoses causadas por flagelados e amebas. Está empolgado para descobrir sobre esses parasitas? Então, vamos lá! FIGURA 26 – OVOS DE HYMENOLEPIS NANA FONTE: https://bit.ly/34snvZX. Acesso em: 18 set. 2020.

Neste tópico, você aprendeu que: RESUMO DO TÓPICO 1 • O método direto a fresco é rápido e fácil de executar, podendo ser utilizado para o diagnóstico de ascaridíase. • Dependendo do verme que está causando a parasitose, podemos encontrar nas amostras de fezes ovos férteis ou inférteis.

• O método de Graham é o mais indicado para o diagnóstico de enterobíase, sendo conhecido como método da fita adesiva. • A tricuríase pode ser diagnosticada pelos métodos de rotina laboratorial, po­ rém, em regiões endêmicas, se deve realizar o método de Kato-Katz. • O Strongiloides stercoralis é diagnosticado preferencialmente pelo método de Rugai, devido ao hidro e termotropismo. • A diferenciação entre os ancilostomídeos através do exame parasitológico é difícil, embora, para buscar o parasita em amostras de fezes, seja utilizado o método de Willis. • O Toxocara canis pode causar uma doença importante, denominada larva mi­ grans visceral (LMV). Seu diagnóstico em humanos é feito por meio de bióp­ sia, testes de imagens e imunológicos. • A esquistossomose tem como principal método diagnóstico o método de Ka­ to-Katz e a larva fêmea fica alojada no canal ginecóforo do macho. • É difícil diferenciar Taenia em métodos convencionais, por isso a tamisação e, posteriormente, os métodos que permitem a visualização da estrutura uterina podem ser utilizados. • O Hymenolepis nana, também conhecido como “Taenia anã”, é diagnosticado pelos métodos convencionais, como Lutz/HPJ.

1 A fase pré-clínica das análises laboratoriais é essencial para um diagnóstico

assertivo e seguro, pois cerca de 70% das decisões médicas são baseadas em exames laboratoriais e 60 a 90% dos erros observados em exames estão re­ lacionados com a fase pré-analítica. Sobre os erros pré-analíticos, responda as questões a seguir: a) Discuta sobre a refrigeração de amostras. b) Qual a interferência relacionada ao uso de medicamentos pelo paciente? c) É recomendada a liberação de um resultado conclusivo com a análise de apenas uma amostra? Por quê?

2 O método direto a fresco é um dos mais utilizados na rotina laboratorial,

visto que ele proporciona um panorama geral da amostra e pode direcio­ nar o analista a um método específico para a identificação de determinado parasita. Descreva os objetivos do método a fresco.

3 Os métodos específicos para o diagnóstico de parasitoses são cruciais para per­

4 Paciente M. V. S., sexo masculino, 6 anos de idade, foi levado por sua mãe ao

náuseas e falta de apetite. Devido à faixa etária, o médico desconfiou da presença de algum tipo de parasitose, porém, antes de iniciar o tratamento com um anti­ -helmíntico clássico, optou por solicitar alguns exames para confirmar a sua sus­ peita e realizar o tratamento adequado. Foram solicitados hemograma e exame parasitológico de fezes, sendo observado, no hemograma, intenso aumento no número dos leucócitos totais, mais precisamente na contagem de eosinófilos. No exame parasitológico de fezes, observou-se na lâmina a seguinte imagem: FONTE: https://shutr.bz/30GsR2q. Acesso em: 25 set. 2020. a) Qual parasita é possível identificar nessa imagem? b) Qual método foi utilizado para encontrar esse parasita?

1 INTRODUÇÃO

TÓPICO 2 —

DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE PARASITOSES CAUSADAS POR FLAGELADOS E AMEBAS

2 PESQUISA LABORATORIAL DE FLAGELADOS

2.1 DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE GIARDIA SP.

UNIDADE 3 — MÉTODOS UTILIZADOS NO DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DAS PARASITOSES

TÓPICO 2 — DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE PARASITOSES CAUSADAS POR FLAGELADOS E AMEBAS

UNIDADE 3 — MÉTODOS UTILIZADOS NO DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DAS PARASITOSES

2.2 DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE TRICHOMONAS SP.

O quadro clínico de tricomoníase, apesar de ser uma das principais causas do aumento de corrimento vaginal espesso e esbranquiçado (leucorreia), não é específico nem definitivo. Isso se deve ao fato de outras patologias também pro­ moverem o aparecimento da leucorreia, como a candidíase, sendo a identificação do parasito necessária para um diagnóstico assertivo (REY, 2011). A coleta da amostra pode ser feita em homens e mulheres, considerando algumas informações importantes. Para a coleta masculina, é necessário que o paciente realize a coleta pela manhã, antes de urinar e livre de medicações trico­ monicidas por 15 dias. A amostra é coletada com o auxílio de uma alça de pla­ tina ou um swab não absorvente, sendo o sêmen ideal para o diagnóstico obtido pela masturbação. Recomenda-se que uma amostra dos primeiros 20 ml de urina seja analisada após a centrifugação. Para a coleta feminina, as mulheres não de­ vem realizar a higiene vaginal durante 18 a 24 horas antes do procedimento, bem como não se recomenda a coleta de pacientes que fizeram uso de medicamento tricomonicida nos últimos 15 dias. O parasito é frequentemente encontrado na região vaginal e, em maior quantidade, nos dias iniciais após a menstruação, co­ letando-se o material com o auxílio de um swab não absorvente e sendo realizada a análise direto a fresco ou por cultura (NEVES, 2011).

TÓPICO 2 — DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE PARASITOSES CAUSADAS POR FLAGELADOS E AMEBAS

UNIDADE 3 — MÉTODOS UTILIZADOS NO DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DAS PARASITOSES

Acadêmico, quando nos referimos a procedimentos e colorações, é impor­ tante que você siga a bula do kit que utilizará durante a realização do teste, pois cada laboratório tem suas preferências e os kits podem ser diferentes. IMPORTANTE

2.2.1 Preparo dos reagentes para a coloração de Giemsa

em laboratório O passo a passo para a preparação do corante Giemsa a 5% em tampão de fosfato em pH 7,2, utilizado na coloração de esfregaços fixados (CARLI, 2011): • Solução concentrada de Giemsa: 0,6 g de Giemsa em pó; 50 ml de glicerina; 50 ml de álcool metílico. O Procedimento: misturar o pó de Giemsa com a glicerina em um recipiente e aquecer em banho-maria a 60 °C por 2 horas; após a solução ter esfriado, adicionar o álcool metílico. Em seguida, armazenar a solução em frasco âmbar por 2 a 4 semanas e filtrar antes de utilizar. • Solução tampão de fosfato em pH 7,2: 0,49 g de diidrogenofosfato de potássio anidro; 1,09 g de hidrogenofosfato dissódico diidratado; 1.000 ml de água destilada-deionizada. O Procedimento: dissolver os fosfatos em água e misturar até obter uma solução homogênea. • Corante Giemsa a 5% em tampão de fosfato em pH 7,2: 5 ml de solução de Giemsa; 95 ml de solução tampão de fosfato em pH 7,2. O Procedimento: preparar, em uma proveta, 100 ml da solução de uso, a qual deve ser feita diariamente para garantir a viabilidade do reagente. Segundo Carli (2011), para a coloração de amostras utilizando o corante Giemsa preparado, devem-se seguir como procedimentos: 1. Em uma lâmina, misturar 2 gotas de solução isotônica a uma porção da amostra co­ letada – caso esteja utilizando sedimento urinário, não é necessário adicionar salina. 2. Realizar o esfregaço para facilitar a coloração e deixar secar em temperatura ambiente. 3. Fixar o esfregaço já seco com álcool metílico durante 5 minutos. 4. Realizar a coloração do esfregaço utilizando o corante de Giemsa a 5%. 5. Remover o excesso de corante com água corrente e deixar a lâmina secar em temperatura ambiente e em posição vertical.

TÓPICO 2 — DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE PARASITOSES CAUSADAS POR FLAGELADOS E AMEBAS

6. Observar o esfregaço em microscópio com objetiva de 100X e óleo de imersão. 7.	 Os organismos têm tamanho um pouco maior quando comparados aos leucó­ citos polimorfonucleares (neutrófilo).
   

2.2.2 Coloração de amostras utilizando May-Grunwald-

Giemsa Alguns laboratórios disponibilizam o corante já pronto para o uso. Para a coloração com May Grunwald-Giemsa (Figura 31), devem-se realizar os procedimentos descritos a seguir (LABORCILN, 2018a): 1. Cobrir a lâmina, contendo o esfregaço, com o corante de May Grunwald du­ rante 2 minutos. 2. Adicionar 20 gotas (1 ml) de água destilada tamponada pH 7,0-7,2, deixando agir durante 1 minuto. 3. Escorrer sem a necessidade de lavar a lâmina em água corrente. 4. Adicionar sobre a lâmina a solução de Giemsa previamente diluída (1 gota de corante Giemsa para cada 1 ml de água destilada), deixando atuar por 13 a 15 minutos. 5. Lavar com água destilada e deixar secar em posição vertical. FIGURA 31 – PROCEDIMENTO PARA A COLORAÇÃO COM GIEMSA

UNIDADE 3 — MÉTODOS UTILIZADOS NO DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DAS PARASITOSES

3 PESQUISA LABORATORIAL DE AMEBAS

RESUMO DO TÓPICO 2 Neste tópico, você aprendeu que: • O diagnóstico laboratorial de giardíase é baseado na pesquisa das formas parasitárias nas fezes, embora o método deva levar em consideração a consistência da amostra. • As fezes formadas fornecem a visualização de cistos, enquanto fezes diarrei­ cas permitem a visualização de trofozoítos. • A presença de trofozoíto, entretanto, está intimamente relacionada com a pre­ sença de sintomas clínicos característicos no paciente. • As fezes diarreicas devem ser coletadas em recipientes com conservantes, para que os trofozoítos permaneçam estáveis até a análise.

• Podemos dividir, entre as amebas que podem parasitar o homem, três gê­ neros principais: Entamoeba, Endolimax e Iodamoeba. A Entamoeba histolytica é considerada a mais patogênica. • O método a fresco é um dos mais utilizados para a detecção da E. histolytica, devendo ser realizado em até 30 minutos após a coleta. • Uma característica importante para o diagnóstico da amebíase é a presença de hemácias no interior da E. histolytica. • As demais Entamoeba, bem como Endolimax e Iodamoeba, não são consideradas patogênicas.

1 A parasitologia é um dos setores mais requisitados de um laboratório de

análises clínicas, no qual são realizados diversos testes com o objetivo de diagnosticar patologias causadas por parasitas intestinais. Entre os achados mais comuns, temos parasitas como a Giardia lamblia. Com base no seu conhecimento sobre esse parasito, responda às questões a seguir: a) Qual é o método utilizado no diagnóstico de giardíase? b) Descreva a metodologia desse teste.

abdominal, diarreia, náuseas e falta de apetite. Devido à faixa etária, o mé­ dico desconfia que seja algum tipo de parasitose. No teste parasitológico de fezes, observa-se uma estrutura pequena, que tem formato oval/gota, que se assemelha a dois olhos, conforme a imagem a seguir. Assinale o parasita e a técnica realizada para esse diagnóstico: FONTE: https://bit.ly/3d7VXNh. Acesso em: 27 set. 2020. ( ) Giardia sp. e técnica de Harada-Mori. ( ) Trichomonas sp. e técnica de Baermann-Moraes. ( ) Giardia sp. e técnica de Faust. ( ) Giardia sp. e técnica de Hoffman. ( ) Nenhuma das alternativas anteriores está correta.

3 A tricomoníase é uma patologia que pode acometer homens e mulheres. Por

1 INTRODUÇÃO

TÓPICO 3 —

DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE PARASITOSES CAUSADAS POR HEMOPARASITAS

2 DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE HEMOPARASITOSES

Entre as hemoparasitoses que iremos discutir neste tópico estão a doença de Chagas, causada pelo Trypanosoma cruzi; a malária, causada pelo Plasmodium sp.; e a to­ xoplasmose, causada pelo Toxoplasma gondii. Segundo Dias et al. (2016, p. 8): “A doença de Chagas é uma condição crônica negligenciada com elevada carga de morbimorta­ lidade e impacto dos pontos de vista psicológico, social e econômico. Representa um importante problema de saúde pública no Brasil, com diferentes cenários regionais”. Desse modo, com a problemática das secreções liberadas pelo parasita no sangue e os impactos causados pelas demais hemoparasitoses, é de fundamental importância que o diagnóstico dessas patologias seja realizado adequadamente.

2.1 DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE TRYPANOSOMA

CRUZI O diagnóstico da doença de Chagas, causada pelo Trypanosoma cruzi, tem como objetivo a pesquisa e a identificação de formas tripomastigotas do parasita pela observação em microscópio ou por métodos indiretos. Entre os métodos di­ retos, podem-se citar o exame direto a fresco, o método de Strout modificado e as

UNIDADE 3 — MÉTODOS UTILIZADOS NO DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DAS PARASITOSES

TÓPICO 3 — DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE PARASITOSES CAUSADAS POR HEMOPARASITAS

• Adicionar 14 a 20 gotas de água destilada sobre a lâmina, para que se misture ao corante. Cuidado para o conteúdo não extravasar. • Deixar o corante agir por 10 a 12 minutos. • Escorrer e lavar em água corrente. • Deixar a lâmina secar na posição vertical e, em seguida, observar no microscópio. FIGURA 39 – COLORAÇÃO DE LEISHMAN FONTE: As autoras

UNIDADE 3 — MÉTODOS UTILIZADOS NO DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DAS PARASITOSES

2.2 DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE PLASMODIUM SP.

TÓPICO 3 — DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE PARASITOSES CAUSADAS POR HEMOPARASITAS

UNIDADE 3 — MÉTODOS UTILIZADOS NO DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DAS PARASITOSES

TÓPICO 3 — DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE PARASITOSES CAUSADAS POR HEMOPARASITAS

UNIDADE 3 — MÉTODOS UTILIZADOS NO DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DAS PARASITOSES

2.3 DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE TOXOPLASMA SP.

LEITURA COMPLEMENTAR DETECÇÃO DE GIARDIA LAMBLIA EM EXAMES PARASITOLÓGICOS DE FEZES: AVALIAÇÃO COMPARATIVA DE RESULTADOS EM LABORA­ TÓRIO DE ANÁLISES CLÍNICAS DE REDE PRIVADA E PÚBLICA Jaqueline da Silva Lacerda Maria Eduarda Dias Resumo Giardia lamblia é um protozoário flagelado que parasita o trato intestinal, sendo uma das infecções parasitárias mais comuns do mundo. Atinge ambos os sexos, espe­ cialmente a população infantil, tendo como principal forma de diagnóstico o exame parasitológico de fezes. Sua incidência é influenciada por condições sanitárias inade­ quadas, normalmente à idade e aos aspectos socioeconômicos. Para verificar a preva­ lência de Giardia lamblia em crianças da faixa etária de 0 a 10 anos, a fim de comparar os resultados positivos de exames parasitológicos em laboratórios de análises clínicas privado e público, a pesquisa foi feita, no período de janeiro a dezembro de 2014, em um laboratório privado, situado na cidade de Araçatuba-SP, e em um laboratório do Sistema Único de Saúde (SUS), localizado na cidade de Andradina-SP, ambos com cer­ ca de 2 mil exames realizados. Os dados foram obtidos por meio de prontuários de pa­ cientes com idades entre 0 a 10 anos, de ambos os sexos. As variáveis analisadas foram sexo, idade, resultado dos exames e em qual laboratório o exame foi feito. Foi realiza­ da uma comparação dos resultados obtidos e, posteriormente, utilizado o programa Microsoft Excel 2010 para fornecer gráficos e tabelas para melhor compreensão. Ao avaliar o conhecimento da população sobre Giardia lamblia, foi observado que dos 2.116 formulários avaliados, 83,27% (n = 1.762) foram negativos para tal protozoário e 16,73% (n = 354) positivos, sendo 52,5% (n = 1.111) realizados em laboratório público e 47,5% (n = 1.005) em laboratório privado. Entre as crianças parasitadas, 55,6% (n = 197) eram meninas e 44,4% (n = 157) meninos. Observou-se que cerca de 16% dos exames anali­ sados foram positivos para Giardia lamblia, sendo a predominância em meninas entre 0 a 4 anos de idade, e não houve diferença significativa entre os laboratórios analisados. Introdução As parasitoses intestinais são comuns e de grande importância para a saúde pú­ blica, uma vez que podem causar efeitos relevantes como desnutrição, problemas físicos e até mentais (MELO; FERRAZ; ALEIXO, 2010). Também estão associadas à condição so­ cioeconômica e de saneamento básico. A população infantil é uma das mais afetadas por tais parasitoses, entre as quais se destaca a Giardia lamblia (CIMERMAN; CIMERMAN, 2005), conhecida também como Giardia intestinalis e Giardia duodenalis. Trata-se de um protozoário flagelado que parasita o trato intestinal, sendo uma das infecções parasitárias mais comuns do mundo, que atinge tanto homens quanto mulheres – embora seja mais recorrente na faixa etária de 0 a 10 anos (VIEIRA et al., 2012; SILVA, 2009).

quisados, sem diferença significativa entre o público e o particular. Os exames positivos foram ligeiramente predominantes em meninas, em especial nas faixas etária de 0 a 2 anos e de 2 a 4 anos de idade. FONTE: Adaptado de LACERDA, J. da S.; DIAS, M. E. Detecção de Giardia lamblia em exames pa­ rasitológicos de fezes: avaliação comparativa de resultados em laboratório de análises clínicas de rede privada e pública. Revista Saúde UniToledo, Araçatuba, v. 1, n. 1, p. 147-156, mar./ago. 2017. Disponível em: https://bit.ly/30Hi0Fz. Acesso em: 26 set. 2020.

RESUMO DO TÓPICO 3 Neste tópico, você aprendeu que: Ficou alguma dúvida? Construímos uma trilha de aprendizagem AVA, e veja as novidades que preparamos para seu estudo. • O diagnóstico laboratorial da doença de Chagas tem como objetivo a pesquisa e a identificação de formas tripomastigotas do parasita. • O diagnóstico de T. cruzi pode ser realizado por meio de métodos indiretos, como xenodiagnóstico, xenocultura, hemocultura e inoculação em animais de laboratório. • Em virtude da diminuição da carga parasitária na circulação sanguínea em pacientes com o quadro crônico da doença de Chagas, anticorpos de fase crô­ nica são muito presentes e podem ser detectados por testes sorológicos. • As colorações mais utilizadas para diagnóstico de T. cruzi são Giemsa e Leishman. • A malária pode ser causada por três espécies de Plasmodium: P. vivax, P. falci­ parum ou P. malariae. • O esfregaço sanguíneo corado com Giemsa é o método mais utilizado no diagnóstico de malária. • A toxoplasmose é causada pelo Toxoplasma gondii e, em sua forma congênita, é considerada um problema de saúde pública. • O diagnóstico laboratorial de malária é feito por isolamento do parasita no sangue, exudatos e/ou líquor, cortes histológicos corados com Giemsa ou tes­ tes sorológicos.

1 Embora a doença de Chagas apresente alta taxa de mortalidade e morbida­

de, é negligenciada e causa grande impacto psicológico, social e econômico. É uma patologia causada pelo Trypanosoma cruzi e pode ser diagnosticada por meio de diversos métodos diretos e indiretos. Com base no discutido sobre essa patologia, responda às questões a seguir: a) Quais são os métodos diretos utilizados para o diagnóstico de Trypanosoma cruzi? b) Descreva o procedimento para a realização da coloração de Leishman.

2 A malária, uma patologia adquirida a partir da picada do mosquito Anophe­

les, manifesta-se por sintomas como febre elevada, sudorese intensa e ca­ lafrios. A intensidade dos sintomas e a sincronicidade com que aparecem dependerão do agente causador, seja ele Plasmodium vivax, P. falciparum ou P. malariae. Com base no que foi discutido neste tópico, diferencie os trofo­ zoítos das três espécies de Plasmodium.

quirida ou reagudizada durante a gestação, causando sérios problemas de saúde ao feto. Os trofozoítos, nessa patologia, são denominados de taqui­ zoítos e, quando em fase crônica ou latente, o parasita se aloja nos tecidos e pode permanecer incubado por anos. Discorra sobre as metodologias utili­ zadas no diagnóstico de toxoplasmose.

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