pmid: "37853072"
title: "Avaliação in vitro de características fisiológicas e vias de desintoxicação de EROs envolvidas na tolerância de genótipos de rosa-damasco sob estresse salino."
authors: "Azizi S, Seyed Hajizadeh H, Aghaee A, Kaya O"
journal: "Scientific reports"
pubdate: "2023 Oct 18"
doi: "10.1038/s41598-023-45041-2"
source: "PMC Full Text"
Avaliação in vitro de características fisiológicas e vias de desintoxicação de EROs envolvidas na tolerância de genótipos de rosa-damasco sob estresse salino.
Autores
Azizi S, Seyed Hajizadeh H, Aghaee A, Kaya O
Periodico
Scientific reports (2023 Oct 18)
Conteudo
Avaliação in vitro de características fisiológicas e vias de detoxificação de ROS envolvidas na tolerância de genótipos de Rosa-damasco sob estresse salino
A Rosa damascena é uma das plantas medicinais e ornamentais mais importantes do Irã, sendo tolerante à salinidade até certo ponto. No entanto, a seleção de genótipos mais tolerantes à salinidade influenciará o cultivo do Damasco em regiões afetadas pelo estresse salino. Para este fim, um experimento fatorial em delineamento inteiramente casualizado com três repetições foi realizado em condições in vitro em quatro genótipos de Rosa-damasco (Atashi, Bi-Khar, Chahar-Fasl e Kashan) em 5 concentrações de NaCl (0, 25, 50, 75 e 100 mM), e as características físico-químicas foram medidas 14 e 28 dias após o tratamento. Os resultados mostraram que o genótipo Atashi, com altos níveis de Chl a, Chl b, Chl total, carotenoides, teor relativo de água foliar, prolina, proteína solúvel total, TPC, TFC, TAA e o maior aumento na atividade de enzimas antioxidantes como GPX, APX, CAT, SOD e POD, bem como a menor quantidade de peróxido de hidrogênio, apresentou um melhor mecanismo de proteção contra danos oxidativos do que os outros três genótipos (Bi-Khar, Chahar-Fasl e Kashan) nos dias 14 e 28. Ao manter as atividades constitutivas e induzidas das enzimas antioxidantes, foi demonstrado que o genótipo Bi-Khar apresentou tolerância moderada e os genótipos Kashan e Chahar-Fasl apresentaram baixa tolerância ao estresse salino. Métodos de seleção in vitro podem ser usados eficazmente para a triagem de tolerância ao sal de genótipos de Rosa-damasco, embora o mesmo experimento deva ser conduzido em cultivos de campo aberto para verificar os resultados experimentais in vitro.
Introdução
A Rosa-damasco (Rosa damascena) é conhecida como uma planta aromática, e a maioria dos pesquisadores considera sua origem na Bulgária, Irã, Turquia e Índia. Considerando os vários usos da Rosa-damasco em produtos medicinais, perfumaria e cosméticos, isso tem atraído muita atenção para o desenvolvimento de seu cultivo. De acordo com a capacidade da Rosa-damasco de ser um tanto tolerante a estresses ambientais, parece que a seleção de genótipos mais resistentes tem uma vantagem maior para o desenvolvimento de seu cultivo nas regiões mencionadas. Diferentes graus de resistência à salinidade foram observados entre genótipos de rosas e pistaches, o que depende de vários fatores, incluindo cultivar, porta-enxerto, sistema de irrigação e plantio. Portanto, é de vital necessidade a triagem e seleção de genótipos tolerantes ao sal para uma agricultura sustentável.
Nos últimos anos, o estresse hídrico será generalizado em todo o mundo e, consequentemente, a salinidade é um fenômeno inevitável como estresse secundário, especialmente em regiões áridas e semiáridas. O Irã é um dos países onde os principais estresses abióticos, como seca e salinidade, causam redução de produtividade, perda de fertilidade do solo e impossibilidade de agricultura na maior parte de seu território. A salinidade é um dos principais fatores limitantes no solo que afeta o desempenho das plantas e seus constituintes químicos. Os efeitos prejudiciais da salinidade no crescimento das plantas são categorizados em quatro itens: (1) efeito osmótico, (2) efeitos de íons específicos, (3) desequilíbrio nutricional e (4) produção de espécies reativas de oxigênio (ERO). A salinidade causou aumento nos componentes do pool antioxidante celular, como carotenoides, ascorbato, prolina, teor de fenólicos totais (TFT), teor de flavonoides totais (TFT) e atividade antioxidante total (AAT), especialmente na variedade tolerante de A. tricolor, enquanto a variedade sensível acumulou muito mais prolina do que a outra variedade. Contra o efeito negativo da salinidade na morfologia e fisiologia da planta, também foi relatado aumento na atividade da superóxido dismutase (SOD), catalase (CAT), glutationa redutase (GR), ascorbato peroxidase (APX) e peroxidase (POD) sob salinidade em plantas. Sugere-se que o incremento de ascorbato e APX é o sinal de tolerância em plantas sob estresse. Por outro lado, esperava-se diminuição de carboidratos devido à inibição das atividades da Rubisco, da fosfoenolpiruvato carboxilase e da malato desidrogenase em plantas sob salinidade. Attia et al. concluíram que a resistência ao sal de R. damascena a 100 mM de NaCl foi correlacionada com a manutenção de altos teores de água e clorofila, embora a peroxidação lipídica tenha ocorrido pelo aumento dos teores de malondialdeído (MDA) e peróxido de hidrogênio (H₂O₂) em rosa-damasco a 100 mM de NaCl. Também foi demonstrado que o tratamento de R. rubiginosa com 150–200 mM de NaCl resultou em maior extensão de clorose foliar em comparação com concentrações mais baixas (25–50 mM), e que ela é mais tolerante à salinidade induzida por NaCl do que por CaCl₂. Nosso estudo anterior mostrou que o limiar de tolerância da rosa-damasco 'Kashan' à salinidade foi de 50 mM (cerca de 6,5 dS m⁻¹), embora a capacidade antioxidante dos explantes expostos a 100 mM de NaCl tenha sido maior do que a 50 mM. De acordo com nossos estudos anteriores, os genótipos de rosa-damasco enriquecidos com antioxidantes foram selecionados em relação ao estresse hídrico.
Devido ao alto valor econômico da rosa de Damasco como uma planta medicinal adequada em regiões secas, é necessário avaliar alguns aspectos de desenvolvimento e desempenho sob salinidade. Além disso, uma das formas de selecionar os genótipos com melhor desempenho sob estresses abióticos é o uso da cultura de tecidos, que requer muito pouco espaço e tempo. Considerando que o Irã, como principal origem da rosa de Damasco, está localizado no cinturão árido do mundo e possui uma história antiga de cultivo da mencionada planta medicinal e ornamental valiosa em áreas salinas, isso mostra que a rosa de Damasco pode ser uma opção eficaz para o desenvolvimento do cultivo em áreas salinas.
Portanto, o objetivo do presente estudo foi investigar o efeito da salinidade em alguns traços fisiológicos e bioquímicos, sob cultivo in vitro após 14 e 28 dias de tratamento salino, para melhor elucidar as vias de defesa antioxidante não enzimática e enzimática, quanto à tolerância ao sal, comparando quatro genótipos de R. damascena.
Resultados
Traços fisiológicos
O efeito do tempo de amostragem (14º e 28º dia) e da salinidade sobre (a) o CRA e (b) o IEM de quatro genótipos de rosa-de-damasco (Atashi, Bi-Khar, Chahar-Fasl e Kashan). Letras diferentes indicam diferenças significativas de acordo com o teste LSD a (P < 0,05).
O estresse salino em todos os genótipos de rosa-de-damasco causou uma redução gradual no conteúdo relativo de água (CRA) foliar e no índice de estabilidade de membrana (IEM) de forma dependente da concentração e do tempo até 100 mM de NaCl (Fig. 1a,b). O CRA diminuiu significativamente ((p < 0,05)) nos quatro genótipos sob as diferentes concentrações de sal (Fig. 1a). No 14º dia, a porcentagem de redução no CRA em 'Atashi' foi menor (180%) a 100 mM de NaCl, enquanto 'Chahar-Fasl' apresentou uma redução maior (348%). Foram observadas diferenças significativas entre o 14º e o 28º dia; 'Atashi' teve uma perda de 244% e 'Chahar-Fasl' teve uma perda de 434% no conteúdo de água dos ramos (Fig. 1a). O índice de estabilidade de membrana (IEM) foi significativamente reduzido nos genótipos de rosa-de-damasco devido ao estresse salino (Fig. 1b). O genótipo 'Chahar-Fasl' apresentou a maior redução (334% e 264%), enquanto o genótipo 'Atashi' apresentou a menor redução (260% e 170%) em comparação com os ramos controle (Fig. 1b) e com os outros genótipos, no 14º e 28º dias, respectivamente.
Pigmentos fotossintéticos
O efeito do estresse salino × quatro genótipos de damasco sobre (a) Chl a, (b) tempo de amostragem (14º e 28º dia) × quatro genótipos de damasco (Atashi, Bi-Khar, Chahar-Fasl e Kashan) sobre Chl a, (c) estresse salino × quatro genótipos de damasco sobre Chl b, e (d) tempo de amostragem × quatro genótipos de damasco sobre Chl b. Letras diferentes indicam diferenças significativas de acordo com o teste LSD a (P < 0,05).
Efeito do NaCl e do tempo de amostragem sobre o conteúdo de Chl b e carotenoides de genótipos de rosa-de-damasco.
Tempo NaCl (mM) (14 dias) (28 dias) (14 dias) (28 dias) Genótipo Chl b (mg g−1 PF) Chl b (mg g−1 PF) CARs (mg g−1 PF) CARs (mg g−1 PF) Atashi 0 0,75 ± 0,03a 0,46 ± 0,025f 0,77 ± 0,04a 0,46 ± 0,02gh Bikhar 0,46 ± 0,02f 0,39 ± 0,02h 0,62 ± 0,03c 0,25 ± 0,01o Chaharfasl 0,37 ± 0,02i 0,27 ± 0,01m 0,58 ± 0,03d 0,35 ± 0,02l Kashan 0,43 ± 0,018g 0,34 ± 0,015j 0,53 ± 0,028f 0,31 ± 0,01m Atashi 25 0,66 ± 0,03b 0,44 ± 0,023g 0,65 ± 0,043b 0,42 ± 0,02i Bikhar 0,35 ± 0,02j 0,3 ± 0,02k 0,45 ± 0,02h 0,19 ± 0,01q Chaharfasl 0,23 ± 0,015n 0,19 ± 0,01p 0,42 ± 0,02i 0,28 ± 0,02n Kashan 0,34 ± 0,022j 0,22 ± 0,02no 0,39 ± 0,022j 0,16 ± 0,009r Atashi 50 0,61 ± 0,028c 0,37 ± 0,02hi 0,55 ± 0,03e 0,37 ± 0,01k Bikhar 0,28 ± 0,013lm 0,22 ± 0,01no 0,37 ± 0,02k 0,13 ± 0,01st Chaharfasl 0,18 ± 0,01pq 0,15 ± 0,008rs 0,31 ± 0,018m 0,23 ± 0,01p Kashan 0,21 ± 0,01o 0,15 ± 0,009r 0,27 ± 0,013n 0,12 ± 0,014st Atashi 75 0,54 ± 0,028d 0,29 ± 0,015kl 0,47 ± 0,02g 0,32 ± 0,02m Bikhar 0,220 ± 0,01no 0,17 ± 0,01q 0,32 ± 0,01m 0,1 ± 0,01u Chaharfasl 0,12 ± 0,009tu 0,11 ± 0,008v 0,27 ± 0,01n 0,12 ± 0,01tu Kashan 0,17 ± 0,01q 0,11 ± 0,008v 0,22 ± 0,01p 0,087 ± 0,009v Atashi 100 0,49 ± 0,025e 0,22 ± 0,012no 0,41 ± 0,02i 0,28 ± 0,01n Bikhar 0,15 ± 0,009rs 0,11 ± 0,009uv 0,27 ± 0,01n 0,08 ± 0,009v Chaharfasl 0,076 ± 0,007w 0,05 ± 0,004x 0,14 ± 0,009s 0,06 ± 0,007w Kashan 0,13 ± 0,01st 0,06 ± 0,005wx 0,17 ± 0,009r 0,05 ± 0,006w FV Genótipo (G) ** ** ** ** Salinidade (S) ** ** ** ** G × S ** ** ** ** Tempo (T) ** ** ** ** G × T ** ** ** ** S × T ** ** ** ** G × S × T * * ** ** Erro 0,0001 0,0001 0,0001 0,0001 CV 6,22 6,22 4,28 4,28
Letras diferentes indicam diferenças significativas em cada característica de acordo com o teste de LSD a P < 0,05. ns, * e ** indicam diferença não significativa, significativa ao nível de 5% de probabilidade e significativa ao nível de 1% de probabilidade, respectivamente. F. V. e C. V. referem-se à fonte de variação e coeficiente de variação, respectivamente.
Além do aumento na concentração de NaCl, o conteúdo de pigmentos fotossintéticos, incluindo clorofila a (Chl a), clorofila b (Chl b), clorofila total (Chl total) e carotenoides (CARs) nos brotos da planta diminuiu, o que é um indicador de estresse. A menor e a maior redução na Chl a foram relacionadas às cultivares 'Atashi' e 'Chahar-Fasal' com 170% e 340%, respectivamente (Fig. 2a) em comparação com os explantes controle (Fig. 2a). Nos 14º e 28º dias, a maior Chl a foi observada na 'Atashi' e a menor quantidade em ambos os momentos foi obtida nas cultivares 'Chahar-Fasal' e 'Kashan' (Fig. 2b). 'Bi-Khar' apresentou a menor redução, de até 7%, em comparação com os outros genótipos no 14º dia (Fig. 2b). Por outro lado, 'Chahar-Fasl' exibiu a menor Chl b no 28º dia, sob estresse salino severo (100 mM de NaCl) em comparação com o controle. A maior quantidade de Chl total (1,441 mg g−1 PF) foi relacionada à 'Atashi' nos brotos controle, enquanto a menor quantidade (0,179 mg g−1 PF) foi relacionada a 100 mM de NaCl e 'Chahar-Fasl' (Fig. 2c). Em comparação com os brotos controle, as cultivares 'Atashi' e 'Chahar-Fasl' tiveram a menor e a maior redução, de 170% e 460%, respectivamente (Fig. 2c). Nos 14º e 28º dias, a 'Chahar-Fasl' teve a menor Chl total (0,499 e 0,417 mg g−1 PF) e a 'Atashi' teve a maior Chl total (1,383 e 0,912 mg g−1 PF) (Fig. 2d). De acordo com a Tabela 1, 'Atashi' exibiu a menor redução, com uma diminuição de 150% (Tabela 1) na Chl b em comparação com o controle no 14º dia. 'Atashi' também teve o maior teor de CARs no 14º dia sob condição controle, enquanto 'Chahar-Fasl' e 'Kashan' a 100 mM de NaCl no 28º dia tiveram o menor teor de CARs. A maior redução nos CARs foi relacionada às cultivares 'Chahar-Fasl' (411%) e 'Kashan' (586%) nos 14º e 28º dias (Tabela 1).
Atividades de enzimas antioxidantes
Efeito do NaCl e do tempo de amostragem na atividade de GPX, SOD, PPO, CAT e APX de genótipos de rosa-de-damasco.
Tempo NaCl (mM) (14 dias) (28 dias) (14 dias) (28 dias) (14 dias) (28 dias) Genótipo GPX (unidade mg−1 proteína) GPX (unidade mg−1 proteína) SOD (unidade mg−1 proteína) SOD (unidade mg−1 proteína) PPO (unidade mg−1 proteína) PPO (unidade mg−1 proteína) Atashi 0 0.19 ± 0.01v–x 0.78 ± 0.04l–o 0.31 ± 0.015vw 0.92 ± 0.06h–j 0.02 ± 0.001u–w 0.076 ± 0.05g–j Bikhar 0.15 ± 0.01wx 0.65 ± 0.04p–r 0.49 ± 0.02q–u 0.81 ± 0.05j–l 0.018 ± 0.001vw 0.026 ± 0.001u–w Chaharfasl 0.14 ± 0.01x 0.38 ± 0.01t 0.18 ± 0.01x 0.38 ± 0.02uv 0.016 ± 0.001w 0.015 ± 0.001w Kashan 0.23 ± 0.02u–w 0.57 ± 0.02rs 0.44 ± 0.02s–v 0.73 ± 0.04k–n 0.015 ± 0.001w 0.018 ± 0.001vw Atashi 25 0.41 ± 0.03t 0.93 ± 0.06ij 0.4 ± 0.02t–v 1.08 ± 0.08e–g 0.033 ± 0.002r–v 0.12 ± 0.007e Bikhar 0.29 ± 0.02u 0.85 ± 0.05j–l 0.62 ± 0.03m–q 0.95 ± 0.06g–i 0.026 ± 0.001s–w 0.039 ± 0.003o–t Chaharfasl 0.26 ± 0.02uv 0.54 ± 0.02s 0.22 ± 0.01wx 0.45 ± 0.02r–u 0.032 ± 0.002r–u 0.027 ± 0.001s–w Kashan 0.43 ± 0.03t 0.72 ± 0.03n–p 0.58 ± 0.025o–r 0.84 ± 0.05i–k 0.024 ± 0.001t–w 0.034 ± 0.002q–v Atashi 50 0.70 ± 0.05n–q 1.26 ± 0.08cd 0.61 ± 0.03n–q 1.26 ± 0.08cd 0.048 ± 0.002l–r 0.48 ± 0.02a Bikhar 0.64 ± 0.04p–r 1.08 ± 0.08fg 0.76 ± 0.04k–m 1.09 ± 0.07ef 0.043 ± 0.002n–r 0.16 ± 0.008c Chaharfasl 0.53 ± 0.03s 0.63 ± 0.03qr 0.54 ± 0.03p–t 0.57 ± 0.03o–s 0.042 ± 0.002n–s 0.088 ± 0.005fg Kashan 0.65 ± 0.04p–r 0.83 ± 0.05k–m 0.69 ± 0.03l–o 0.93 ± 0.05h–j 0.036 ± 0.001p–u 0.1 ± 0.006f Atashi 75 0.85 ± 0.07j–l 2.02 ± 0.1a 0.61 ± 0.03n–q 1.89 ± 0.16a 0.099 ± 0.007fg 0.34 ± 0.02b Bikhar 0.79 ± 0.06–n 1.61 ± 0.1b 0.87 ± 0.05i–k 1.39 ± 0.1bc 0.072 ± 0.004h–k 0.12 ± 0.007e Chaharfasl 0.77 ± 0.05–o 0.84 ± 0.05k–m 0.65 ± 0.03m–p 0.74 ± 0.04k–n 0.08 ± 0.005gh 0.07 ± 0.004h–k Kashan 0.75 ± 0.05m–o 1.19 ± 0.08de 0.81 ± 0.05j–l 1.21 ± 0.08de 0.061 ± 0.03j–m 0.078 ± 0.004g–i Atashi 100 1.12 ± 0.08ef 1.66 ± 0.15b 1.34 ± 0.07b–d 1.42 ± 0.12b 0.064 ± 0.004i–l 0.19 ± 0.008d Bikhar 0.98 ± 0.07hi 1.3 ± 0.085c 0.99 ± 0.06f–i 1.23 ± 0.1d 0.057 ± 0.003k–n 0.063 ± 0.004i–l Chaharfasl 0.7 ± 0.05o–q 0.75 ± 0.04m–o 0.8 ± 0.05j–l 0.66 ± 0.02m–p 0.053 ± 0.003l–o 0.046 ± 0.002m–r Kashan 0.90 ± i–k 1.03 ± 0.08gh 0.9 ± 0.065ij 1.04 ± 0.07f–h 0.05 ± 0.002l–q 0.051 ± 0.003l–p Fonte de Variação Genótipo (G) ** ** ** ** ** ** Salinidade (S) ** ** ** ** ** ** G × S ** ** ** ** ** ** Tempo (T) ** ** ** ** ** ** G × T ** ** ** ** ** ** S × T ** ** * * ** ** G × S × T ** ** ** ** ** ** Erro 0.003 0.003 0.007 0.007 0.0001 0.0001 CV 6.61 6.61 10.30 10.30 26 26
Tempo NaCl (mM) (14 dias) (28 dias) (14 dias) (28 dias) Genótipo CAT (unidade mg−1 proteína) CAT (unidade mg−1 proteína) APX (unidade mg−1 proteína) APX (unidade mg−1 proteína) Atashi 0 0,18 ± 0,01w 0,42 ± 0,02o–r 0,078 ± 0,004st 0,2 ± 0,01j Bikhar 0,28 ± 0,01t–v 0,33 ± 0,02st 0,055 ± 0,002vw 0,12 ± 0,007p Chaharfasl 0,25 ± 0,01v 0,23 ± 0,01vw 0,027 ± 0,001x 0,06 ± 0,003uv Kashan 0,24 ± 0,008v 0,31 ± 0,01tu 0,043 ± 0,002wx 0,096 ± 0,005qr Atashi 25 0,32 ± 0,02tu 0,62 ± 0,04ij 0,11 ± 0,007pq 0,24 ± 0,015g Bikhar 0,39 ± 0,02qr 0,45 ± 0,02op 0,081 ± 0,005r–t 0,17 ± 0,008lm Chaharfasl 0,29 ± 0,01tu 0,38 ± 0,02rs 0,05 ± 0,002vw 0,09 ± 0,005rs Kashan 0,27 ± 0,01tu 0,43 ± 0,03o–q 0,071 ± 0,003u 0,147 ± 0,007o Atashi 50 0,44 ± 0,02o–q 0,78 ± 0,04e–g 0,15 ± 0,008no 0,29 ± 0,02e Bikhar 0,53 ± 0,03lm 0,61 ± 0,03jk 0,12 ± 0,07p 0,23 ± 0,015gh Chaharfasl 0,4 ± 0,02p–r 0,51 ± 0,035mn 0,083 ± 0,005r–t 0,14 ± 0,007o Kashan 0,47 ± 0,02no 0,6 ± 0,038jk 0,1 ± 0,005pq 0,22 ± 0,008i Atashi 75 0,6 ± 0,04jk 1,42 ± 0,07a 0,19 ± 0,0085jk 0,96 ± 0,045a Bikhar 0,67 ± 0,03hi 1,12 ± 0,06b 0,15 ± 0,007no 0,44 ± 0,02c Chaharfasl 0,57 ± 0,03kl 0,74 ± 0,05g 0,115 ± 0,006p 0,24 ± 0,01gh Kashan 0,63 ± 0,04ij 0,93 ± 0,05c 0,14 ± 0,007o 0,31 ± 0,015d Atashi 100 0,92 ± 0,05c 1,08 ± 0,05b 0,25 ± 0,01i 0,54 ± 0,03b Bikhar 0,82 ± 0,04de 0,85 ± 0,05d 0,18 ± 0,08kl 0,28 ± 0,01ef Chaharfasl 0,65 ± 0,03h 0,63 ± 0,04ij 0,14 ± 0,06o 0,18 ± 0,0085k Kashan 0,75 ± 0,043fg 0,8 ± 0,042ef 0,16 ± 0,065mn 0,27 ± 0,01f F.V. Genótipo (G) ** ** ** ** Salinidade (S) ** ** ** ** G × S ** ** ** ** Tempo (T) ** ** ** ** G × T ** ** ** ** S × T ** ** ** ** G × S × T ** ** ** ** Erro 0,001 0,001 0,0001 0,0001 CV 4,35 4,35 11,05 11,05
Letras diferentes indicam diferenças significativas em cada característica de acordo com o teste LSD a P < 0,05. ns, * e ** indicam nenhuma diferença significativa, significativo ao nível de 5% de probabilidade e significativo ao nível de 1% de probabilidade, respectivamente. F.V. e CV referem-se à fonte de variação e coeficiente de variação, respectivamente.
As atividades das enzimas antioxidantes nos genótipos de rosa-damasquina foram afetadas pela concentração de NaCl e pelo tempo (Tabela 2), assim como no 14º dia até 100 mM de NaCl e no 28º dia até 75 mM de NaCl, todos os genótipos de rosa-damasquina tratados com sal apresentaram um aumento substancial na concentração de guaiacol peroxidase (GPX) e SOD (Tabela 2). Além disso, 'Bi-Khar' e 'Kashan' a 100 mM de NaCl mostraram o máximo (626%) e o mínimo (387%) incremento na GPX no 14º dia, respectivamente, em comparação com o controle. A 75 mM de NaCl, 'Atashi' e 'Kashan' tiveram o maior (258%) e o menor (119%) incremento no 28º dia (Tabela 2). A atividade da SOD em 'Atashi' e 'Bi-Khar' apresentou a maior e a menor quantidade (429% e 200%, respectivamente) em comparação com os brotos do controle no 14º dia, as quais foram seguidas até 204% e 160%, respectivamente, no 28º dia (Tabela 2). A atividade da polifenol oxidase (PPO) em todos os genótipos aumentou nos níveis de 75 e 50 mM de NaCl no 14º e 28º dias, embora tenha diminuído em concentrações mais altas de NaCl (Tabela 2). A maior atividade de PPO foi obtida em 'Atashi' sob 50 mM de NaCl no 28º dia, enquanto a menor atividade foi obtida nos brotos do controle no 14º dia. Finalmente, o maior incremento foi registrado em 'Atashi' (630%), e o menor foi registrado em 'Kashan' (390%) no 28º dia (Tabela 2).
A atividade de CAT e APX aumentou em todos os genótipos de rosa-damasquina no 14º dia e depois reduziu em concentrações mais altas de NaCl no 28º dia. A maior e a menor atividade de CAT foram detectadas em 'Atashi' sob 75 mM de NaCl no 28º dia e no tratamento controle, respectivamente (Tabela 2). Nossos achados revelaram que o maior aumento foi observado em 'Atashi' (420%) e o menor foi registrado em 'Chahar-Fasl' (250%) no 14º dia (Tabela 2). A maior atividade de APX foi observada em 'Atashi' sob 75 mM de NaCl no 28º dia, enquanto a menor foi observada em 'Kashan' sob condições de controle no 14º dia. Nossos achados mostraram que o maior e o menor aumento na APX foram obtidos em 'Atashi' (470%) e 'Kashan' (330%) no 28º dia, respectivamente (Tabela 2).
O efeito do estresse salino × quatro genótipos de rosa-damasquina na (a) atividade de POD, (b) tempo de amostragem (14º e 28º dia) × quatro genótipos de rosa-damasquina (Atashi, Bi-Khar, Chahar-Fasl e Kashan) na atividade de POD, e (c) estresse salino × tempo de amostragem na atividade de POD. Letras diferentes indicam diferenças significativas de acordo com o teste LSD a P < 0,05.
A atividade da enzima POD também aumentou com o aumento do nível de NaCl, de modo que apresentou o valor máximo e mínimo respectivamente em 'Atashi' e 'Kashan' a 100 mM de NaCl (Fig. 3a). 'Atashi' teve a maior atividade de POD em ambos os tempos após o tratamento, enquanto a menor atividade de POD foi relacionada a 'Chahar-Fasl' (Fig. 3b). POD apresentou a máxima atividade 28 dias após o tratamento severo de salinidade, enquanto a menor atividade de POD foi observada nos brotos do controle no 14º dia (Fig. 3c).
Conteúdo de fenol total (CFT) e conteúdo de flavonoides totais (CFT)
Efeito do NaCl e do tempo de amostragem (14º e 28º dia) no teor de fenólicos totais (TPC), teor de flavonoides totais (TFC) e atividade antioxidante total (TAA) de genótipos de rosa-damasco.
Tempo NaCl (mM) (14 dias) (28 dias) (14 dias) (28 dias) (14 dias) (28 dias) Genótipo TPC (mg GAE g−1 FW) TPC (mg GAE g−1 FW) TFC (mg QE g−1 FW) TFC (mg QE g−1 FW) TAA (%) TAA (%) Atashi 0 7.16 ± 0.55uv 9.7 ± 0.7rs 2.32 ± 0.3u 4.42 ± 0.36l 24.31 ± 1.3uv 42.93 ± 2.3mn Bikhar 6.02 ± 0.4vw 14.92 ± 0.8j 2.05 ± 0.2v 3.53 ± 0.3p 28.45 ± 1.6st 39.31 ± 1.5p Chaharfasl 4.32 ± 0.3x 11.16 ± 0.65o–r 1.8 ± 0.1w 2.03 ± 0.13v 19.92 ± 1.03w 26.17 ± 1.2tu Kashan 4.96 ± 0.35wx 12.9l ± 0.8–n 1.47 ± 0.1x 3.18 ± 0.2qr 20.15 ± 1.3w 35.19 ± 1.9q Atashi 25 9.97 ± 0.64s 13.23 ± 0.85k–m 3.22 ± 0.35q 5.56 ± 0.4gh 40.08 ± 1.8op 51.43 ± 2.5h–j Bikhar 7.85 ± 0.45tu 17.84 ± 0.95gh 2.93 ± 0.22s 4.59 ± 0.37k 34.59 ± 1.5q 44.9 ± 2lm Chaharfasl 6.27 ± 0.36v 14.72 ± 0.9j 2.62 ± 0.3t 2.38 ± 0.18u 23.43 ± 1.3v 30.94 ± 1.5rs Kashan 6.57 ± 0.42v 16.87 ± 0.82hi 2.03 ± 0.15v 4.07 ± 0.26m 27.82 ± 1.7t 41.18 ± 2.1n–p Atashi 50 12.21 ± 0.8m–o 16.44 ± 0.96i 4.91 ± 0.4i 6.18 ± 0.45e 48.93 ± 2.3jk 58.47 ± 2.1ef Bikhar 9.87 ± 0.5s 21.6 ± 1.5e 3.84 ± 0.3no 5.63 ± 0.34g 45.54 ± 1.8l 55.06 ± 1.7g Chaharfasl 8.38t ± 0.48 18.31 ± 1.1g 3.29 ± 0.28q 3.76 ± 0.26no 31.38 ± 1.6r 36.68 ± 2.3q Kashan 8.52t ± 0.5 19.57 ± 1.3f 2.65 ± 0.2t 4.65 ± 0.32jk 36.49 ± 1.9q 51.61 ± 2.5hi Atashi 75 14.13 ± 0.7jk 19.59 ± 1.2f 5.44 ± 0.45h 11.74 ± 0.6a 54.48 ± 2.6g 63.75 ± 2.6cd Bikhar 11.27 ± 0.6o–q 24.9 ± 1.9c 4.73 ± 0.41jk 7.78 ± 0.5b 53.96 ± 2.3gh 61.44 ± 2.2cd Chaharfasl 10.6 ± 0.55p–s 23.31 ± 1.3d 3.71 ± 0.3o 4.77 ± 0.38ij 39.96 ± 2.1op 49.12 ± 2.06i–k Kashan 12.12 ± 0.7q–s 24.91 ± 1.8c 3.07 ± 0.3rs 6.3 ± 0.42e 43.65 ± 2.2l–n 64.58 ± 2.6c Atashi 100 23.25 ± 1.2d 28.74 ± 2.1a 6.27 ± 0.5e 6.7 ± 0.5c 67.42 ± 2.2b 84.26 ± 2.8a Bikhar 14.81 ± 0.7j 26.34 ± 1.6b 5.81 ± 0.4f 6.55 ± 0.43d 60.9 ± 1.5de 67.63 ± 1.9b Chaharfasl 13.43 ± 0.63kl 21.71 ± 1.5e 4.28l ± 0.43 4.34 ± 0.32l 48.68 ± 1.8k 42.16 ± 1.7no Kashan 11.75 ± 0.75n–p 23.29 ± 1.6d 3.86 ± 0.34n 5.87 ± 0.36f 52.8 ± 2gh 58.03 ± 2.4f FV Genótipo (G) ** ** ** ** ** ** Salinidade (S) ** ** ** ** ** ** G × S ** ** ** ** ** ** Tempo (T) ** ** ** ** ** ** G × T ** ** ** ** ** ** S × T ** ** * * ** ** G × S × T ** ** * * * * Erro 0.528 0.528 0.008 0.008 2.519 2.519 CV (%) 5.05 5.05 4.11 4.11 6.56 6.56
Letras diferentes indicam diferenças significativas em cada característica de acordo com o teste LSD a P < 0,05. ns, * e ** indicam diferença não significativa, significativa ao nível de 5% de probabilidade e significativa ao nível de 1% de probabilidade, respectivamente. F. V. e CV referem-se à fonte de variação e coeficiente de variação, respectivamente.
A interação tripla entre tempo, genótipo e salinidade teve um impacto estatisticamente significativo (P ≤ 0,05) no conteúdo de TPC e TFC (Tabela 3) de genótipos de rosa de Damasco. Com o aumento da concentração de NaCl, o nível de TPC também aumentou em todos os genótipos, sendo que o maior TPC foi obtido no genótipo Atashi sob 100 mM de NaCl no 28º dia (Tabela 3). O menor teor de TPC foi observado nos explantes de controle de 'Chahar-Fasl' e 'Kashan', no 14º dia. Um aumento notável no teor de TPC (324%) pertenceu a 'Atashi' sob 100 mM de NaCl no 14º dia, e o menor foi exibido em 'Bi-Khar' (176%) no 28º dia (Tabela 3). No 14º dia até 100 mM de NaCl e no 28º dia até 75 mM de salinidade, todos os genótipos de rosa de Damasco tratados com sal mostraram um aumento substancial em seu TFC (Tabela 3). Além disso, 'Atashi' e 'Kashan' a 100 mM de NaCl apresentaram o maior (270%) e o menor (387%) incremento no TFC no 14º dia, respectivamente, em comparação com os brotos controle. Por outro lado, sob 75 mM de NaCl, 'Atashi' e 'Chahar-Fasl' tiveram o maior (258%) e o menor (265%) incremento no TFC no 28º dia (Tabela 3).
Atividade antioxidante total (AAT)
A AAT foi significativamente afetada pelo tempo, genótipo e estresse salino (Tabela 3). Em todos os quatro genótipos, um aumento na AAT foi observado com o aumento da concentração de NaCl em comparação ao controle. A maior AAT foi obtida a 100 mM de NaCl do 'Atashi' no 28º dia, e a menor foi registrada para os brotos controle de 'Chahar-Fasl' e 'Kashan' no 14º dia. O aumento mais significativo na AAT foi obtido em 'Atashi' (277%) sob a maior concentração de NaCl no 14º dia (Tabela 3).
Conteúdo de proteína, prolina, malondialdeído (MDA) e peróxido de hidrogênio (H2O2)
Efeito do NaCl e do tempo de amostragem sobre a proteína, prolina, H2O2 e MDA de genótipos de rosa de Damasco.
Tempo NaCl (mM) (14 dias) (28 dias) (14 dias) (28 dias) (14 dias) (28 dias) (14 dias) (28 dias) Genótipo Proteína (mg g−1 MF) Proteína (mg g−1 MF) Prolina (μmol g−1 MF) Prolina (μmol g−1 MF) H2O2 (μg L−1) H2O2 (μg L−1) MDA (μmol g−1 MF) MDA (μmol g−1 MF) Atashi 0 2,12 ± 0,2c 1,58 ± 0,1i 15,37 ± 1,2k 12,63 ± 1,1n–p 1,69 ± 0,2u 1,91 ± 0,1st 1,18 ± 0,1wx 1,33 ± 0,12x Bikhar 1,87 ± 0,1f 1,42 ± 0,1k 12,53 ± 1,1n–p 9,54 ± 0,85rs 1,81 ± 0,25tu 1,72 ± 0,1u 1,23 ± 0,1w 1,005 ± 0,07y Chaharfasl 1,49 ± 0,1j 0,91 ± 0,07r 7,31 ± 0,85tu 3,39 ± 0,4x 2,09 ± 0,23qr 2,11 ± 0,15qr 2,24 ± 0,151r 2,06 ± 0,13s Kashan 1,84 ± 0,2fg 1,08 ± 0,08p 4,39 ± 0,6wx 7,53 ± 0,6tu 1,83 ± 0,17tu 1,88 ± 0,12tu 1,64 ± 0,12uv 3,63 ± 0,23k Atashi 25 2,35 ± 0,3b 1,82 ± 0,16g 21,2 ± 1,5i 18,14 ± 1,3j 2 ± 0,15 r–t 2,2 ± 0,16q 1,38 ± 0,1w 1,74 ± 0,1tu Bikhar 2,37 ± 0,2b 1,62 ± 0,12i 14,4 ± 1,2k–m 14,54 ± 1,1k–m 1,95 ± 0,2r–t 2,07 ± 0,13q–s 1,75 ± 0,11tu 1,54 ± 0,08v Chaharfasl 1,76 ± 0,13h 1,22 ± 0,1o 9,136 ± 0,8rs 5,05 ± 0,5vw 2,74 ± no 2,52 ± 0,17p 2,89 ± 0,23n 2,73 ± 0,24op Kashan 2,07 ± 0,15d 1,32 ± 0,09mn 6,06 ± 0,55uv 8,36 ± 0,7st 2,442p 2,25 ± 0,18q 2,34 ± 0,14qr 5,33 ± 0,4d Atashi 50 2,52 ± 0,23a 1,39 ± 0,1kl 24,15 ± g1,3h 22,79 ± 1,5h 2,6 ± 0,27op 2,58 ± 0,2op 1,82 ± 0,09t 2,66 ± 0,2p Bikhar 1,52 ± 0,12j 1,23 ± 0,09o 18,15 ± 1,6j 19,96 ± 1,25i 2,87 ± 0,28mn 2,85 ± 0,22mn 2,46 ± 0,25qr 2,48 ± 0,21q Chaharfasl 1,26 ± 0,1o 0,63 ± 0,05t 11,61 ± 1,1pq 7,312 ± 0,62tu 3,68 ± 0,3hi 3,64 ± 0,28hi 3,36 ± 0,28kl 3,27 ± 0,23lm Kashan 1,52 ± 0,16j 0,81 ± 0,07s 8,45 ± 0,9st 14,75 ± 1,1kl 3,3 ± 0,2k 3,08 ± 0,27k 2,87 ± 0,18no 5,92 ± 0,35c Atashi 75 1,98 ± 0,14e 1,23 ± 0,09o 27,84 ± 1,8de 28,24 ± 1,6d 3,1 ± 0,2l 3,53 ± 0,23l 2,43 ± 0,2qr 3,2 ± 0,2m Bikhar 1,27 ± 0,0,1no 1,1 ± 0,08p 20,66 ± 1,33i 25,84 ± 1,32f 3,35 ± 0,24jk 3,9 ± 0,3jk 2,94 ± 0,22n 3,27 ± 0,16lm Chaharfasl 1,08 ± 0,08pq 0,48 ± 0,03u 13,72 ± 1,13l–n 9,89 ± 0,6r 4,12 ± 0,32e 4,72 ± 0,32e 4,08 ± 0,3g 4,68 ± 0,23e Kashan 1,35 ± 0,09lm 0,63 ± 0,05t 10,31 ± 0,95qr 20,9 ± 1,1i 3,86 ± 0,25gh 4,08 ± 0,25gh 3,47 ± 0,02jk 6,86 ± 0,34b Atashi 100 1,81 ± 0,1gh 1,13 ± 0,09p 43,66 ± 1,8b 47,31 ± 1,7a 3,59 ± 0,23i 4,06 ± 0,3i 2,8 ± 0,16n 3,44 ± 0,21i Bikhar 1,03 ± 0,095q 0,93 ± 0,07r 25,42 ± 1,3fg 32,77 ± 1,38c 3,92 ± 0,21fg 4,42 ± 0,33fg 3,51 ± 0,22ij 3,82 ± 0,28h Chaharfasl 0,93 ± 0,07r 0,35 ± 0,03v 17,93 ± 1,1j 11,96 ± 0,9op 4,74 ± 0,35c 5,48 ± 0,4c 4,87 ± 0,32f 6,02 ± 0,361c Kashan 1,1 ± 0,08p 0,5 ± 0,04u 12,26 ± 1,1m–o 25,7 ± 1,2f 4,34 ± 0,25d 4,97 ± 0,35d 3,9 ± 0,22h 9,53 ± 0,45a FVA Genótipo (G) ** ** ** ** ** ** ** ** Salinidade (S) ** ** ** ** ** ** ** ** G × S ** ** ** ** ** ** ** ** Tempo (T) ** ** ** ** ** ** ** ** G × T ** ** ** ** ** ** ** ** S × T ** ** ** ** ** ** ** ** G × S × T ** ** ** ** ** ** ** ** Erro 0,001 0,001 0,728 0,728 0,013 0,013 0,008 0,008 CV 6,71 6,71 5,23 5,23 3,74 3,74 7,76 7,76
Letras diferentes indicam diferenças significativas em cada característica de acordo com o teste de LSD a P < 0,05. ns, * e ** indicam nenhuma diferença significativa, significativo ao nível de 5% de probabilidade e significativo ao nível de 1% de probabilidade, respectivamente. S. O. V. e CV referem-se à fonte de variação e coeficiente de variação, respectivamente.
A comparação de médias para a interação e efeitos principais de salinidade, tempo e genótipo sobre proteína, prolina, H2O2 e MDA é apresentada na Tabela 4. Até 25 mM de NaCl, a quantidade de proteína solúvel total aumentou em todos os genótipos, exceto para 'Atashi'. Além disso, com o aumento da concentração de NaCl, houve uma tendência decrescente na quantidade de proteína solúvel total em todos os genótipos de rosa-damasco (Tabela 4). 'Atashi' apresentou a menor diminuição na proteína total, até 39,7% e 60,6% no 14º e 28º dias, respectivamente, enquanto 'Chahar-Fasl' apresentou a maior diminuição, com 230% e 340% no 14º e 28º dias, respectivamente, em comparação com os outros genótipos (Tabela 4). No 14º e 28º dias do experimento, o aumento da concentração de NaCl provocou um aumento substancial na quantidade de prolina em todos os genótipos de rosa-damasco. 'Atashi' e 'Bi-Khar' apresentaram a máxima e a mínima prolina a 100 mM de NaCl, em comparação com o controle no 28º e 14º dias, respectivamente (Tabela 4). Além disso, com o aumento da concentração de NaCl de 0 a 100 mM, a quantidade de H2O2 aumentou drasticamente em todos os genótipos de rosa-damasco. A 100 mM de NaCl, 'Kashan' apresentou o máximo de H2O2, com 236% e 264% em comparação com as condições de controle no 14º e 28º dias, respectivamente, enquanto 'Atashi' apresentou o menor aumento, até 212% em comparação com os explantes de rosa-damasco controle (Tabela 4). Todos os genótipos de rosa-damasco tratados com sal apresentaram um incremento significativo em seu conteúdo de MDA no 14º e 28º dias (Tabela 4), sendo que 'Bi-Khar' e 'Atashi' apresentaram o maior (380%) e o menor (230%) incremento a 100 mM de NaCl em comparação com a condição normal (sem salinidade) no 28º e 14º dias, respectivamente (Tabela 4).
Análise multivariada de genótipos de rosa-damasco sob tratamento com NaCl e tempo de amostragem
Mapa de calor (a), biplot de carga das características avaliadas (b) e mapa de calor de análise de componentes principais (c) dos antioxidantes enzimáticos, das alterações fisiológicas e bioquímicas em genótipos de rosa-damasco. Genótipos sob condição de estresse salino induzido in vitro. Mapa de calor representando o conteúdo relativo de água (RWC), índice de estabilidade de membrana (MSI), Clorofila a (Chl a), Clorofila b (Chl b), Clorofila total (Total Chl), Carotenoides (CARs), Prolina, Malondialdeído (MDA), peróxido de hidrogênio (H2O2), Proteína solúvel total, Peroxidase de guaiacol (GPX), Ascorbato peroxidase (APX), Superóxido dismutase (SOD), Peroxidase (POD), Catalase (CAT), Polifenol oxidase (PPO), Conteúdo total de flavonoides (TFC), Conteúdo total de fenóis (TPC) e Atividade antioxidante total (TAA).
Análise de mapa de calor baseada na resposta de genótipos de rosa de Damasco ao estresse salino simulado por aplicações de NaCl sob condição in vitro revelou que as características incluindo MDA, H2O2, prolina, TAA e TPC apresentaram correlação positiva com a tolerância ao estresse salino. Por outro lado, algumas características como antioxidantes enzimáticos incluindo POD, SOD, CAT, APX e PPO, juntamente com TFC, pigmento fotossintético, proteína, RWC e MSI também se correlacionaram positivamente (Fig. 4a). A análise de agrupamento e os dendrogramas no mapa de calor (Fig. 4b) revelaram três classes principais nas características avaliadas das plantas sob estresse salino. A classe I continha PPO, Prolina, APX, TFC, SOD, GPX, TAA, POD, CAT e TPC; a classe II continha H2O2 e MDA; e a classe III continha MSI, RWC, CARs, Proteína, Chl a, Chl b e Chl total (Fig. 4b). Além disso, o biplot das variáveis confirmou a análise de agrupamento do mapa de calor, na qual as características foram classificadas em três grupos (Fig. 4a). Em geral, a análise de agrupamento dos mapas de calor para a interação entre NaCl e tempo de amostragem indicou três classes. A classe I continha os genótipos de rosa de Damasco tratados com NaCl e o 14º dia após o tratamento. A classe II continha os genótipos de rosa de Damasco tratados com NaCl e o 28º dia. Finalmente, a classe III continha genótipos de R. damascena sob estresse salino severo induzido por 100 mM de NaCl (Fig. 4a).
A análise de componentes principais (PCA) e a proporção da variância total (Fig. 4c) explicaram que três PCA contribuíram com 87,5% da variação total. O primeiro PCA foi o mais influente, com variância de 57,9%, e continha as características de CARs, TPD, PPO, Prolina, SOD, CAT, APX, GPX e atividade de POD. O segundo PCA explicou 24% da variância total e consistiu em RWC, MSI, CARs, Proteína, Chl a, Chl b e Chl total. O terceiro PCA explicou 5,6% da variância total com H2O2 e MDA (Fig. 4c).
Comparação de genótipos de rosa de Damasco (Atashi, Bi-Khar, Chahar-Fasl e Kashan) sob salinidade de 100 mM no 14º dia (a) e 28º dia (b) após o tratamento salino.
A diferença entre os genótipos de rosa de Damasco (Atashi, Bi-Khar, Chahar-Fasl e Kashan) sob salinidade de 100 mM no 14º dia e 28º dia após o tratamento salino foi ilustrada na Fig. 5a,b, o que confirma que o genótipo Atashi teve melhor desempenho que os outros 28 dias após o tratamento salino.
Discussão
Diferença significativa nos traços fisiológicos de explantes de rosa de Damasco, como RWC foliar e MSI, foi encontrada entre os quatro genótipos nesta pesquisa (Fig. 1). O RWC é, sem dúvida, um dos primeiros traços vegetais influenciados pelo estresse salino, pois o estresse hídrico ocorre frequentemente quando as plantas são expostas a altas concentrações de sal na solução do solo. Nossos achados revelaram que o estresse salino afetou o estado hídrico dos genótipos de rosa de Damasco, resultando em uma diminuição do RWC em condições salinas (Fig. 1a). Sob condições de controle, ʻAtashiʼ apresentou o maior RWC foliar (66,52%) (Fig. 1a). A diminuição do RWC foi documentada em várias espécies de melão, o que é consistente com nossos achados. Stevens et al. descobriram anteriormente que manter a integridade da membrana celular é importante na tolerância à salinidade. O MSI foi reduzido nesta pesquisa quando as plantas foram expostas ao estresse salino. Sob condições salinas, ‘Atashi’ e ‘Bi-Khar’ apresentaram as membranas celulares mais estáveis (Fig. 1b). Vários outros pesquisadores confirmaram esses achados, que afirmam que a salinidade aumentou o vazamento de eletrólitos celulares, de modo que a seleção de genótipos com MSI foliar superior pode resultar em melhor tolerância à salinidade nas plantas.
A salinidade, assim como o estresse hídrico, influenciou a pigmentação das plantas, pois acredita-se que a diminuição na quantidade de pigmentos fotossintéticos sob estresse salino seja causada por um atraso na biossíntese dos pigmentos ou por sua rápida degradação. Níveis reduzidos de Chl a e Chl b, bem como o teor total de Chl em concentrações mais altas de NaCl, foram medidos na parte aérea de todos os genótipos de rosa-damasco (Fig. 2a–d). Esses achados são consistentes com pesquisas anteriores, que descobriram que o estresse salino induzido por NaCl causou uma diminuição na concentração total de Chl em Phaseolus vulgaris. A salinidade reduziu substancialmente o teor de Chl e a eficácia fotossintética da hortelã-pimenta. A atividade aumentada das enzimas fotossintéticas e a ruptura do complexo pigmento-proteína poderiam explicar a diminuição da Chl sob estresse salino. De acordo com Khan, o estresse salino atrasou a síntese de pigmentos fotossintéticos. O teor total de carotenoides de todos os genótipos de rosa-damasco cultivados em cultura in vitro suplementada com 100 mM de NaCl foi reduzido (Tabela 1). Os achados foram consistentes com aqueles encontrados em Cornus sericea e melões. O estresse salino causou a degradação da β-caroteno, o que levou a uma menor concentração de carotenoides. Os carotenoides são componentes da membrana do tilacoide que absorvem e transmitem luz para a Chl, protegendo-a da fotooxidação. Como resultado, a degradação dos carotenoides também pode induzir a degradação da Chl. A degradação dos pigmentos fotossintéticos causada pelo sal é provavelmente devida a maiores quantidades de íons tóxicos, aumento da atividade da enzima clorofilase e danos ao aparato fotossintético. De acordo com o estudo recente, uma alta quantidade de íons tóxicos devido aos diversos sais no efluente causou a perda de pigmentos fotossintéticos no trigo, incluindo Chl a, Chl b e carotenoides. Considerando que a salinidade alterou o metabolismo dos pigmentos fotossintéticos, é evidente que, sob estresse abiótico, o teor de Chl é estritamente controlado.
O estresse salino pode potencializar as ações da APX, CAT e GR nas folhas de P. popularis. As enzimas antioxidantes (GPX, SOD, CAT, APX, PPO e POD) neste estudo responderam de forma diferente ao tratamento com sal, duração da exposição e concentração de NaCl (Tabela 2). Nossos achados indicaram que enzimas antioxidantes como GPX, SOD, CAT, APX e PPO na folha permaneceram ativas após ativação prolongada (14º e 28º dias), (Tabela 2). As atividades de SOD, CAT, GPX e APX em explantes de rosa Damasco diminuíram, bem como aumentaram na duração da salinidade (28º dia) sob estresse salino severo (100 mM de NaCl). Esses resultados estavam de acordo com os relatados para Brassica juncea L., nos quais as atividades do sistema antioxidante aumentaram após breves intervalos de 30 minutos a 5 dias de tratamento com NaCl, e para plântulas de milho tratadas por 21 dias, exceto pela atividade da POD. Numerosos estudos mostraram que, quando as plantas foram tratadas com NaCl, as atividades de APX, SOD, CAT e GR aumentaram em comparação com as plantas controle. SOD e APX em mostarda e milho, e GPX, SOD e CAT em UCB-1. Sob salinidade, os níveis de transcrição dos genes SOD, CAT e APX aumentaram significativamente. Além disso, foi demonstrado que a atividade da GPX aumentou no milho sob estresse salino. Quando as plantas são submetidas ao estresse salino, o acúmulo de EROs aumenta, resultando em um desequilíbrio entre a geração e a eliminação de EROs e danos oxidativos celulares. As plantas foram equipadas com um sistema de defesa eficaz de eliminação de EROs que inclui enzimas (APX, SOD, CAT, GPX, POD) e não enzimáticos (carotenoides, flavonoides e antocianinas). Provavelmente, os níveis de APX, GPX, CAT, APX, POD e SOD nesta pesquisa aumentaram para reduzir a quantidade de EROs geradas sob estresse salino. Um aumento na atividade da PPO é provavelmente uma resposta defensiva induzida que retarda a senescência. A atividade da PPO aumentou em resposta ao estresse salino, com a maior atividade em folhas mais velhas (Tabela 2). Como uma abordagem adaptativa sob estresse, isso poderia promover seletivamente a morte celular nesses tecidos, reduzindo a perda adicional de água e permitindo que nutrientes limitados fossem distribuídos para tecidos mais jovens. Pesquisas anteriores mostraram que a produção de polifenóis é influenciada por variáveis abióticas, como influências ambientais. De acordo com Radi et al., mudanças induzidas pela salinidade no metabolismo das plantas podem resultar em um acúmulo de vários compostos fenólicos.
Sob estresse induzido por sal, o teor total de fenóis aumentou nesta pesquisa. Nossos achados revelaram que, assim como o aumento no nível de NaCl nos dias 14 e 28, os teores de fenóis totais também aumentaram (Tabela 3). De acordo com estudos anteriores, o aumento na concentração de sal causou significativamente o aumento nos níveis de fenóis totais. Além disso, foi demonstrado que o estresse salino pode alterar as moléculas fenólicas das plantas, que são sensíveis ao sal. A via de síntese do teor de fenóis totais pode estar ligada ao seu acúmulo sob estresse salino. A via dos fenilpropanoides é responsável pela produção de compostos fenólicos em plantas, e essa via pode ser desencadeada em condições salinas. As plantas produziram vários hormônios sob condições de estresse salino, incluindo ácido metil-jasmônico e ácido jasmônico, que desencadeiam a atividade da fenilalanina amônia-liase, que é a principal enzima no metabolismo fenólico em plantas, resultando na produção de compostos fenólicos. Neste estudo, o teor de flavonoides foi testado em vários níveis de sal, e, juntamente com o aumento na concentração de NaCl, o teor de flavonoides aumentou nos dias 14 e 28 em todos os genótipos de rosa-damasco (Tabela 3). Gengmao et al. demonstraram que, assim como o aumento nas concentrações de NaCl até 150 mM, os níveis de flavonoides aumentaram na planta de cártamo. Também foi afirmado que, sob estresses abióticos, as plantas aumentam a síntese de flavonoides para se protegerem de circunstâncias de estresse desfavoráveis. As plantas utilizam metabólitos secundários em reação ao estresse salino para eliminar e lidar com os efeitos prejudiciais do estresse salino. As plantas utilizam o metabolismo de defesa oxidativa, solutos compatíveis, nutrientes inorgânicos, controle hormonal e compostos secundários em reação ao estresse salino. Os flavonoides são metabólitos secundários essenciais que diminuem os efeitos negativos do estresse osmótico, como a salinidade. Os flavonoides se acumulam em vacúolos, cloroplastos e núcleos, e os flavonoides vacuolares interferem na desintoxicação do peróxido de hidrogênio. O estresse salino afeta o estado hídrico das plantas ao reduzir o potencial osmótico da solução do solo. Conforme relatado anteriormente, o sistema de capacidade antioxidante total (CAT) aumentou com o aumento do nível de salinidade. Em salinidade moderada, um pequeno aumento nas moléculas antioxidantes e sua atividade sugere uma resposta regulatória. Uma quantidade e atividade significativamente maiores desses compostos, por outro lado, representam um estado aparente de urgência para lidar com o estresse oxidativo sob alta salinidade, o que também se reflete em uma diminuição significativa do crescimento (Tabela 3).
Menor perda de proteínas em 'Atashi' pode ser atribuída à sua maior tolerância às condições de estresse por NaCl. Além disso, esses achados mostraram que prolongar o tempo de exposição à salinidade reduziu a quantidade de proteínas, particularmente em 'Chahar-Fasl' (Tabela 4). As plantas apresentam uma reatividade dupla aos padrões de proteínas quando expostas ao sal. O estresse salino diminui a concentração total de proteínas, ao mesmo tempo que inicia a síntese de outras proteínas especializadas necessárias para a tolerância ao sal por meio da ativação do ABA. O aumento da atividade da protease pode ser responsável pela degradação do conteúdo proteico em um solo salino. Proteínas degradadas podem fornecer uma forma de armazenamento de nitrogênio, importante na regulação osmótica sob estresse.
O conteúdo de prolina de genótipos de Rosa damascena cultivados in vitro aumentou drasticamente com o aumento da salinidade e do tempo (Tabela 4). Nossos achados são consistentes com estudos anteriores da figura. A prolina desempenha funções críticas, como osmorregulação e redução dos efeitos negativos das ROS durante o estresse salino. Como resultado, um maior acúmulo de prolina nas plantas pode resultar em maior tolerância à salinidade. Sob estresse salino extremo, 'Atashi' apresentou a maior concentração de prolina na presente pesquisa (Tabela 4).
Com base no que encontramos, o aumento no nível de NaCl faz com que os níveis de H2O2 aumentem em todos os genótipos nos dias 14 e 28 após o tratamento salino. Vários estudos mostraram que, quando as plantas estão sob estresse salino, a quantidade de H2O2 em seus tecidos aumenta mais. Sob condições de estresse, as plantas produzem ROS, e um acúmulo excessivo de ROS em resposta ao estresse salino pode causar estresse oxidativo e danificar severamente o metabolismo natural por meio da peroxidação lipídica da membrana. Neste estudo, a salinidade aumentou significativamente o nível de MDA dos genótipos tratados nos dias 14 e 28 (Tabela 4). O aumento da peroxidação lipídica é um sinal frequente de estresse salino, causado por um aumento na produção de ROS. Foi dito que o aumento da formação de ROS pode danificar organelas e componentes celulares, como lipídios de membrana, enquanto genótipos com menor concentração de MDA são mais resistentes a condições salinas. Nesse aspecto, 'Bi-Khar' apresenta o menor teor de MDA.
Conclusão
A mudança nas condições climáticas devido ao aquecimento global e ao aumento da seca levou a um aumento na salinidade do solo. Portanto, é muito importante medir o limiar de tolerância de diferentes rosas de Damasco ao estresse salino em relação ao mecanismo de defesa. De acordo com os resultados, fica claro que, apesar do estresse severo aplicado aos genótipos de rosa de Damasco, os mecanismos envolvidos na tolerância ao estresse funcionaram bem nessas amostras e os mecanismos de proteção osmótica e antioxidante contra a morte e deterioração dos explantes. Embora a PPO não tenha sido ativada sob concentrações mais altas de NaCl, a POD e a APX foram as enzimas mais comuns que mantiveram sua ativação em 100 mM de NaCl até o 28º dia após o tratamento salino. Além disso, o TPC e o TFC estavam em maior teor até o 28º dia no genótipo tolerante de rosa de Damasco, enquanto outras enzimas antioxidantes, bem como outros osmólitos, foram regulados positivamente mais no 14º dia após o tratamento salino. Com base nos resultados, selecionamos os genótipos Atashi > Bi-Khar > Kashan > Chahar-Fasl como as rosas de Damasco mais tolerantes sob estresse salino, respectivamente. Assim, concluiu-se que o genótipo Atashi sob 100 mM de NaCl foi o genótipo mais favorável e tolerante, com o maior nível ótimo de atividade antioxidante e acúmulo de osmólitos compatíveis, bem como a alta concentração de proteína solúvel total em comparação com os outros genótipos. Em conclusão, métodos de seleção in vitro podem ser usados efetivamente para a triagem de tolerância ao sal de genótipos de rosa de Damasco, embora o mesmo experimento deva ser feito em campo para verificar os resultados experimentais in vitro.
Materiais e métodos
Material vegetal e meio de cultura
Ramos de um ano com crescimento ativo de quatro genótipos de R. damascena, incluindo Chahar-fasal, Kashan, Atashi e Bi-khar, foram retirados de uma fazenda de pesquisa em Pakdasht, Irã. O material vegetal e os brotos para coletas silvestres foram obtidos sob a supervisão e permissão das diretrizes da Universidade de Maragheh e de acordo com as diretrizes nacionais, e todos os autores cumpriram todas as diretrizes locais e nacionais. As estacas de rosa de Damasco foram lavadas por 20 minutos em água corrente da torneira, depois foram desinfetadas superficialmente em NaClO 30% (v/v) por 20 minutos. Os ramos foram cortados novamente em explantes de broto com um nó (1,5–2 cm) e colocados em meio MS sem hormônios, para o estabelecimento inicial, solidificado com 7,5 g de ágar. O valor do pH foi ajustado para 5,7 antes da autoclavagem a 121 °C por 20 minutos. Cinco nós de broto foram cultivados em frascos de cultura de 150 mL contendo 25 mL de meio de estabelecimento como uma repetição, depois mantidos a 25 ± 2 °C e fotoperíodo de 16 h (intensidade luminosa, 8,85 W/m²) e 60–70% de UR. Os explantes seguintes foram examinados diariamente quanto a contaminação fúngica ou bacteriana; em seguida, quaisquer frascos contaminados foram removidos da coleção experimental. Os brotos foram subcultivados repetidamente três vezes, com um intervalo constante de subcultura de três semanas.
Meio de proliferação e crescimento da cultura
O meio básico para os meios de proliferação foi o mesmo que o meio de estabelecimento MS, acrescido de 130 mg de sequestrador de ferro e 332 mg de CaCl2, além de 0,36 mg L−1 de benziladenina (BA) e 0,03 mg L−1 de ácido indol-3-butírico (AIB). O pH foi então ajustado para 5,7 e esterilizado em autoclave. Após a esterilização e transferência para a câmara de fluxo, 25 mL de meio foram adicionados a cada frasco de cultura a ser usado para subcultura. Finalmente, cinco explantes foram colocados em frascos de cultura de 150 mL contendo o meio de proliferação como uma repetição e transferidos para a câmara de crescimento para serem propagados e, em seguida, os brotos propagados mencionados foram utilizados.
Preparação do meio de tratamento incluindo NaCl para induzir salinidade
NaCl foi adicionado ao meio de cultura em cinco níveis (0, 25, 50, 75 e 100 mM) para simular estresse salino. Explantes de brotos com apenas quatro folhas jovens foram colocados em meio de cultura e, em seguida, cinco explantes foram colocados em cada frasco de cultura e transferidos para a câmara de crescimento. Após 14 e 28 dias, os explantes foram coletados e avaliados quanto a características fisiológicas e bioquímicas.
Características fisiológicas
Conteúdo relativo de água (CRA)
Amostras frescas de folhas foram pesadas para determinar o peso fresco (PF) e, em seguida, imersas em água destilada (dH2O) a 4 °C por 24 h. Após absorção da água superficial, foram pesadas novamente para o peso túrgido (PT). As amostras de folhas foram então secas em estufa a 75 °C por 48 h e seu peso seco (PS) foi medido e o CRA foi calculado de acordo com o protocolo de Barrs e Weatherley.
Índice de estabilidade da membrana (IEM)
A estabilidade da membrana de explantes de rosa Damascena foi avaliada utilizando 0,1 g de folhas. Em seguida, discos semelhantes foram retirados delas. As amostras foram colocadas em tubos de ensaio contendo 10 mL de água destilada em dois conjuntos. A condutividade elétrica das amostras foi registrada após incubação a 40 °C por 30 min (C1) e a 100 °C por 15 min (C2) por meio de medidores de CE (modelo Jenway, Reino Unido) e do protocolo de Almeselmani et al.
Clorofila a, b, clorofila total e carotenoides (CARs)
Cerca de 0,5 g de folhas finamente misturadas foram extraídas usando 10 mL de acetona a 80%. Após 24 h de incubação em local escuro, a clorofila foi extraída de folhas completamente descoloridas. Em seguida, a absorbância das amostras extraídas foi registrada a 649, 665 e 470 nm por um espectrofotômetro (Shimadzu UV-2550, Kyoto, Japão). Para avaliar a concentração de clorofila, um método padrão semelhante ao de Arnon foi aplicado.
Características bioquímicas
Enzimas antioxidantes
Folhas frescas (1 g) foram homogeneizadas em 5 mL de tampão fosfato de potássio 50 mM (pH 7,0), ajustado para 5 mM de ascorbato de sódio e 0,2 mM de EDTA pela adição de soluções estoque concentradas. O extrato homogeneizado foi centrifugado a 10.000 rpm por 15 min a 4 °C. O sobrenadante foi utilizado para avaliação das atividades enzimáticas. A peroxidase de guaiacol (GPX) foi avaliada monitorando o aumento da absorbância a 470 nm (ε = 26,6 mM −1 cm −1) durante a polimerização do guaiacol. Uma unidade de atividade foi definida como a quantidade de enzima que produz 1 µmol de tetraguaiacol por min a 25 °C. A superóxido dismutase (SOD) foi ensaiada de acordo com o protocolo de Beauchamp e Fridovich, que se baseia na prevenção da redução fotoquímica do azul de nitrotetrazólio. Os reagentes foram então colocados sob uma lâmpada fluorescente de 20 W por 15 min e as amostras nos tubos foram cobertas com um pano preto. Ao final da reação, a absorbância a 560 nm foi determinada. A atividade da catalase (CAT) foi medida conforme estabelecido anteriormente por Li et al. As folhas de explante de rosa de Damasco (0,5 g) foram maceradas em nitrogênio líquido e extraídas com o seguinte método descrito: tampão fosfato de potássio 100 mM (pH 7,8) incluindo 0,1 mM de EDTA, 1% (p/v) de PVP e 0,1% (v/v) de Triton X-100. A extração foi centrifugada a 10.000 rpm por 15 min a 4 °C. Os sobrenadantes foram coletados e aplicados para avaliar a atividade enzimática. A atividade da ascorbato peroxidase (APX) foi realizada de acordo com o protocolo de Yoshimura et al. A solução de reação envolveu tampão fosfato (250 μL), ascorbato 1 mM (250 μL), EDTA 0,4 μM (250 μL), 190 μL de ddH2O, trans-óxido 10 mM (10 μL) e 50 μL de sobrenadante. A absorção a 290 nm por 1 min determinou a atividade enzimática. A atividade da polifenol oxidase (PPO) foi medida pelo protocolo de Nicoli et al. A solução enzimática foi extraída da mesma forma que a peroxidase. Neste caso, um complexo de reação foi preparado com 100 μL de extração enzimática, 2,5 mL de tampão fosfato de potássio (pH 6,8), 200 μL de pirogalol 0,02 M como precursor enzimático e foi registrado a 420 nm com um espectrofotômetro (Shimadzu, Japão).
Conteúdo total de fenóis (TPC)
Usando o reagente de Folin-Ciocalteu, a concentração fenólica total dos explantes de Damasco foi determinada conforme o método de Singleton et al. O extrato vegetal foi combinado com 0,5 cc do reagente de Folin-Ciocalteu, e a mistura foi então mantida a 25 °C por 8 min. Após 8 min, 2 mL de solução de carbonato de sódio (concentração de 7,5%) foram adicionados a esta solução, e seu volume foi então aumentado com água para 8 mL. Após duas horas, a concentração fenólica total foi determinada usando um comprimento de onda de 725 nm. Uma curva de calibração foi criada usando ácido gálico como referência. A quantidade de mg equivalentes de ácido gálico por grama de amostra foi usada para indicar o conteúdo fenólico total.
Conteúdo total de flavonoides (TFC)
Usando quercetina como padrão de referência, o flavonoide total foi medido utilizando a técnica de cloreto de alumínio. Para isso, 1 mL de extrato de quercetina ou solução padrão (20, 40, 60, 80 e 100 μg mL−1) foi adicionado a um balão volumétrico de 10 mL contendo 4 mL de água purificada. Após 5 min, 0,30 mL de NaNO2 a 5% foi adicionado ao balão, seguido por 0,3 mL de AlCl3 a 10%. Após 5 min, 2 mL de NaOH 1 M foram adicionados, e o volume foi completado para 10 mL com H2O destilada. A concentração total de flavonoides foi determinada a 510 nm. As quantidades totais de flavonoides foram registradas como equivalente de quercetina (mg EQ 100 g−1 PF).
Atividade antioxidante total (AAT)
A técnica de 1,1-difenil-2-picrilhidrazil (DPPH) foi usada para calcular a AAT. 1 g das amostras de folhas frescas foi centrifugado a 21.913 g por 15 min após ser separado com 2 mL de metanol a uma concentração de 80%. Depois disso, 100 µL do extrato foram combinados com 180 µL de DPPH (0,1 M), a mistura foi deixada no escuro por 30 min, e então um espectrofotômetro UV foi usado para ler a absorbância a 517 nm. A AAT foi determinada aplicando a seguinte equação:
Proteína
O teor de proteína foi analisado seguindo o método de Bradford, que foi calibrado com a curva padrão de albumina sérica bovina. Assim, 100 mg dos explantes tratados foram colocados em um tubo de ensaio com 2 mL de tampão fosfato de potássio 50 mM a pH 7,0. A solução foi centrifugada a 7000–12.000 rpm. Em seguida, o sobrenadante foi retirado e centrifugado a 3000 rpm por 15 min a 4 °C. As amostras foram preparadas com diluições na proporção de 1:100 e lidas a 595 nm.
Prolina
O teor de prolina foi avaliado homogeneizando 0,2 g de peso fresco foliar em 2 mL de ácido sulfossalicílico aquoso a 3% e, em seguida, centrifugado a 10.000 rpm por 30 min. Depois, o pellet foi lavado duas vezes com ácido sulfossalicílico aquoso a 3%. O sobrenadante foi reunido, e a quantidade de prolina foi avaliada usando reagente de ninidrina e extração com tolueno.
Peróxido de hidrogênio (H2O2)
O teor de H2O2 nos explantes foi determinado de acordo com o protocolo de Liu et al. Assim, 0,5 g de tecido foliar foi triturado com tampão fosfato de potássio (KPB) (pH 6,8) e, em seguida, centrifugado a 7000 rpm por 25 min a 4 °C. Uma alíquota de 100 µL do sobrenadante foi adicionada a 1 mL de solução de Xilenol. A solução foi então completamente misturada e deixada em repouso por 30 min, e a absorção do extrato foi lida por um espectrofotômetro (Shimadzu, Japão) a 560 nm.
Malondialdeído (MDA)
O teor de MDA foi determinado como metabólitos reativos ao ácido 2-tiobarbitúrico (TBA). Assim, 1,5 mL dos extratos foliares foram homogeneizados em 2,5 mL de TBA a 5% preparado em ácido tricloroacético a 5%. A mistura foi aquecida a 95 °C por 15 min, depois resfriada rapidamente em gelo e centrifugada a 5000 rpm por 10 min. Em seguida, a absorbância do sobrenadante foi lida a 532 nm. O teor de MDA foi calculado conforme a equação abaixo:
Análise estatística
O experimento fatorial foi conduzido com base em um delineamento inteiramente casualizado com 3 repetições. Os dados foram analisados estatisticamente pelo software MSTAT-C versão 2.1 e as médias foram separadas usando o teste da diferença mínima significativa (LSD) protegida de Fischer a p = 0,05. Mapas de calor de correlação de Pearson e dendrograma de agrupamento foram realizados no R foundation for statistical computing (versão 4.1.2), Irã (2021). URL https://cran.um.ac.ir/, acessado em 3 de junho de 2022.
Declaração de permissão para plantas
Obtivemos permissão para a coleta do material vegetal utilizado no estudo.
Nota do editor
A Springer Nature permanece neutra em relação a reivindicações jurisdicionais em mapas publicados e afiliações institucionais.
Contribuições dos autores
H.S.H. concebeu e projetou os experimentos; S.A. realizou os experimentos; S.A. analisou os dados; A.A. operou as instalações de cultura de tecidos e câmara de crescimento; H.S.H. e O.K. escreveram e revisaram o artigo final. Todos os autores leram e concordaram com a versão publicada do manuscrito.
Disponibilidade de dados
Correspondência e solicitações dos conjuntos de dados gerados e/ou analisados durante o estudo atual e materiais devem ser direcionados a H.S.H.
Interesses concorrentes
Os autores declaram não haver interesses concorrentes.
Referências
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Efeito do estresse salino nas enzimas antioxidativas e peroxidação lipídica em folhas e raízes de genótipos de milho tolerantes e sensíveis ao sal
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Respostas fisiológicas e bioquímicas de cultivares de trigo e feijão tolerantes e sensíveis ao sal à salinidade
Homeostase iônica, osmorregulação e mudanças fisiológicas nas raízes e folhas de porta-enxertos de pistache em resposta à salinidade
Efeito do estresse salino em compostos fenólicos, glucosinolatos, mirosinase e atividade antioxidante em brotos de rabanete
Efeito do estresse salino em compostos fenólicos e carotenoides em broto de trigo sarraceno (Fagopyrum esculentum M.)
Relação entre tolerância ao sal e mudanças bioquímicas em sementes de cominho (Cuminum cyminum L.)
O estresse salino aumenta metabólitos secundários e atividade enzimática em cártamo
Resposta da via dos fenilpropanoides e o papel dos polifenóis em plantas sob estresse abiótico
Regulação induzida por sal de algumas enzimas antioxidantes chave e fenômenos fisio-bioquímicos em cinco cultivares diversas de nabo (Brassica rapa L.)
Flavonoides: Novos papéis para moléculas antigas
Regulação dos genes da via de biossíntese de flavonoides em grãos roxos e pretos de Hordeum vulgare
O efeito da salinidade na água disponível para as plantas
Estratégias de adaptação de Moringa oleifera sob estresses hídrico e salino
Mudanças bioquímicas em resposta à salinidade em grão-de-bico (Cicer arietinum L.) durante os estágios iniciais do crescimento de plântulas
Redução induzida por estresse salino no crescimento, fotossíntese e proteína em mostarda
Respostas de duas cultivares de figo (Ficus carica L.) sob estresse salino em condição in vitro
Regulação de espécies reativas de oxigênio e defesa antioxidante em plantas sob salinidade
A aplicação foliar de glicerol melhora a tolerância ao sal em três porta-enxertos de pistache
Um meio revisado para crescimento rápido e bioensaios com culturas de tecido de tabaco
Um reexame da técnica de turgidez relativa para estimar déficits hídricos em folhas
Efeito da seca em diferentes características fisiológicas e componente de rendimento em diferentes variedades de trigo duro sírio
Enzimas de cobre em cloroplastos isolados: Polifenoloxidase em Beta vulgaris
Superóxido dismutase: Ensaios melhorados e um ensaio aplicável a géis de acrilamida
O peróxido de hidrogênio exógeno pode aumentar a tolerância de plântulas de trigo ao estresse salino
Expressão de isoenzimas de ascorbato peroxidase de espinafre em resposta a estresses oxidativos
Efeito de açúcares e produtos da reação de Maillard na atividade de polifenol oxidase e peroxidase em alimentos
Análise de fenóis totais e outros substratos de oxidação e antioxidantes por meio do reagente de Folin-Ciocalteu
A determinação dos teores de flavonoides em amoras e seus efeitos de captação de radicais superóxidos
Mobilização antioxidante fenólica em bagaço de cranberry por bioprocessamento em estado sólido usando o fungo de grau alimentício Lentinus edodes e efeito na atividade antimicrobiana contra patógenos alimentares selecionados
Um método rápido e sensível para a quantificação de quantidades de microgramas de uma proteína isolada de membranas de glóbulos vermelhos
Determinação rápida de prolina livre para estudos de estresse hídrico
Um protocolo simples, rápido e confiável para localizar peróxido de hidrogênio em grandes órgãos vegetais por impressão tecidual mediada por DAB
Sobre a evolução e perspectivas da biopreservação de água