pmid: "38899718"
title: "Fluorescência vermelha induzida por ultravioleta na alopecia androgenética indicando alterações na composição microbiana."
authors: "Zhang L, Hu Y, Xie B, Zhang B, Wei D, Zhang H, Chen Y, Chen S, Song X"
journal: "Skin research and technology : official journal of International Society for Bioengineering and the Skin (ISBS) [and] International Society for Digital Imaging of Skin (ISDIS) [and] International Society for Skin Imaging (ISSI)"
pubdate: "2024 Jun"
doi: "10.1111/srt.13777"
source: "PMC Full Text"

Fluorescência vermelha induzida por ultravioleta na alopecia androgenética indicando alterações na composição microbiana.

Autores

Zhang L, Hu Y, Xie B, Zhang B, Wei D, Zhang H, Chen Y, Chen S, Song X

Periodico

Skin research and technology : official journal of International Society for Bioengineering and the Skin (ISBS) [and] International Society for Digital Imaging of Skin (ISDIS) [and] International Society for Skin Imaging (ISSI) (2024 Jun)

Conteudo

Ultraviolet‐induced red fluorescence in androgenetic alopecia—indicating alterations in microbial composition
Resumo
Introdução
A tecnologia de fluorescência induzida por ultravioleta (UV) é amplamente utilizada em dermatologia para identificar infecções microbianas. Nossas observações clínicas sob um dermatoscópio fluorescente induzido por ultravioleta (UVFD) mostraram fluorescência vermelha nos couros cabeludos de pacientes com alopecia androgenética (AGA). Neste estudo, baseados na hipótese de que micróbios são induzidos a emitir fluorescência vermelha sob luz UV, objetivamos explorar as disparidades microbianas entre a área fluorescente da AGA (grupo AF) e a área não fluorescente da AGA (grupo ANF).
Métodos
Amostras de swab do couro cabeludo foram coletadas de 36 pacientes com AGA, incluindo áreas fluorescentes e não fluorescentes. As comunidades bacterianas no couro cabeludo foram analisadas por sequenciamento do gene 16S rRNA e análise bioinformática, bem como por métodos de cultura microbiana.
Resultados
Variações significativas foram observadas na uniformidade microbiana, composição de abundância e previsões funcionais entre áreas fluorescentes e não fluorescentes. Os resultados do sequenciamento destacaram diferenças significativas na abundância de Cutibacterium entre essas áreas (34,06% e 21,36%, respectivamente; p < 0,05). Além disso, colônias fluorescentes vermelhas cultivadas consistiram principalmente de Cutibacterium spp., Cutibacterium acnes, Staphylococcus epidermidis e Micrococcus spp.
Conclusões
Este é o primeiro estudo a investigar a fluorescência vermelha do couro cabeludo, destacando a variabilidade da composição microbiana em diferentes regiões do couro cabeludo. Essas descobertas podem fornecer novos insights sobre os mecanismos microbiológicos da AGA.

INTRODUÇÃO
A alopecia androgenética (AGA) é a forma mais comum de perda de cabelo, afetando até 50% tanto de homens quanto de mulheres. A etiologia da AGA está associada a uma variedade de fatores, incluindo genética, influências ambientais, níveis hormonais e microecologia. Estudos demonstraram que indivíduos com AGA apresentam uma microecologia do couro cabeludo perturbada em comparação com aqueles sem a doença. Notavelmente, as regiões que sofrem perda de cabelo em pacientes com AGA são mais suscetíveis à infiltração de células inflamatórias, indicativa de processos microinflamatórios localizados. Esse desequilíbrio no ambiente microecológico pode desencadear respostas inflamatórias, servindo como um “estressor” que exacerba a progressão da doença.
Em práticas dermatológicas, o uso da fluorescência induzida por ultravioleta (UV) é uma técnica prevalente para auxiliar no diagnóstico de doenças. A lâmpada de Wood, por exemplo, exemplifica essa aplicação, emitindo luz UV sobre a pele para induzir fluorescência. Essa técnica melhora a precisão diagnóstica ao correlacionar as características distintas da fluorescência com sinais visíveis de lesões cutâneas. A fluorescência induzida por UV possui significado diagnóstico particular na identificação de infecções microbianas. Por exemplo, quando iluminado por uma lâmpada de Wood, o pityrosporum folliculitis exibe uma fluorescência azul‐branca característica nos folículos pilosos, distinguindo‐o da foliculite bacteriana. Esse fenômeno de fluorescência é frequentemente aplicado no diagnóstico de condições do couro cabeludo, como tinea capitis. No entanto, a aplicação da detecção por fluorescência ainda não foi explorada no caso da AGA.
De acordo com nossas observações clínicas, discernimos que, sob um dermatoscópio fluorescente induzido por ultravioleta (UVFD), os couros cabeludos com AGA exibiam uma fluorescência vermelha distinta, que contrastava marcadamente com áreas sem essa fluorescência vermelha. Estudos anteriores relataram que micróbios emitem fluorescência específica quando expostos à luz UV. Nossa pesquisa baseou‐se na hipótese de que a fluorescência vermelha no couro cabeludo na AGA é produzida por micróbios. Neste estudo, a origem da fluorescência vermelha foi investigada por meio do sequenciamento do gene 16S rRNA e métodos de cultura microbiana.
MÉTODOS
Sujeitos e desenho do estudo
Um total de 36 pacientes diagnosticados com AGA no Hospital Popular Nº 3 de Hangzhou foram incluídos de novembro de 2022 a abril de 2023. Os critérios de inclusão foram: (i) 18–60 anos; (ii) presença de áreas fluorescentes para AGA (AF) e não fluorescentes para AGA (ANF) no couro cabeludo; (iii) ausência de doenças sistêmicas e condições associadas ao couro cabeludo; (iv) não administração de antibióticos, glicocorticoides ou formulações bacterianas vivas, por vias tópicas ou sistêmicas, por um período de 3 meses; e (v) não estar grávida ou lactante. O protocolo de pesquisa foi aprovado pelo Comitê de Revisão de Ética Médica do Hospital Popular Nº 3 de Hangzhou (Aprovação Nº 2022KA059). Todos os pacientes assinaram um termo de consentimento livre e esclarecido.
Exame dermatoscópico e coleta de amostras microbianas do couro cabeludo
Fotografias clínicas foram obtidas de todos os pacientes com AGA. Seus couros cabeludos foram simultaneamente examinados com um dermatoscópio que funciona por emissão de UV. As imagens obtidas sob esse modo foram sistematicamente registradas. Amostras foram obtidas esfregando as áreas AF e ANF do couro cabeludo (cerca de 4 cm²) com um swab de algodão estéril umedecido em solução salina a 0,9%. O couro cabeludo foi esfregado por pelo menos 30 s. Os swabs foram então colocados em tubos estéreis e armazenados a −80°C para extração de DNA.
Extração de DNA e análise da sequência do gene 16S rRNA
Seguindo o protocolo do fabricante, o DNA microbiano total foi extraído de amostras de swab do couro cabeludo pelo método CTAB. A qualidade do DNA extraído foi avaliada por eletroforese em gel de agarose. A quantificação foi realizada por espectrofotômetro UV. Utilizando primers (341F: 5′‐CCTACGGGNGGCWGCAG‐3′; 805R: 5′‐GACTACHVGGGTATCTAATCC‐3′) direcionados às regiões V3‐V4 do gene 16S rRNA, foi realizada a amplificação por reação em cadeia da polimerase (PCR). Um total de 12,5 µL de Phusion Hot start flex 2× master mix, 2,5 µL de primer direto, 2,5 µL de primer reverso e 50 ng de DNA molde foram usados para a amplificação por PCR, e ddH2O foi adicionada para ajustar o volume total da reação para 25 µL. As condições de amplificação por PCR incluíram desnaturação inicial a 98°C por 30 s; desnaturação a 98°C por 10 s, anelamento a 54°C por 30 s e alongamento a 72°C por 45 s, repetidos por um total de 35 ciclos; seguidos por um alongamento final a 72°C por 10 min. Os produtos de PCR foram identificados usando eletroforese em gel de agarose a 2%. Os produtos de PCR foram purificados usando beads AMPure XT (Beckman Coulter Genomics, Danvers, MA, EUA) e quantificados usando Qubit (Invitrogen, EUA). Os produtos de PCR purificados foram avaliados usando um Agilent 2100 Bioanalyzer (Agilent, EUA) e o Library Quantification Kit for Illumina (Kapa Biosciences, Woburn, MA, EUA), sendo necessário que as concentrações das bibliotecas qualificadas estivessem acima de 2 nmol/L. Após diluição gradiente das bibliotecas de sequenciamento qualificadas, elas foram misturadas em proporção de acordo com o volume de sequenciamento necessário, e desnaturadas em fitas simples com NaOH para sequenciamento. O sequenciamento foi realizado usando o sistema de sequenciamento NovaSeq 6000 para leituras pareadas de 2 × 250 pb (suportado pela LC‐Bio Technology Co., Ltd., Hangzhou, China), com o reagente correspondente sendo o NovaSeq 6000 SP Reagent Kit (500 ciclos).
Análises de bioinformática e estatística
As leituras de sequenciamento paired-end foram atribuídas às suas respectivas amostras usando códigos de barras únicos e subsequentemente truncadas para remover as sequências de código de barras e primer. As leituras foram mescladas usando FLASH, seguidas de filtragem de qualidade com fqtrim (v0.94) para gerar tags limpas de alta qualidade. Sequências quiméricas foram eliminadas usando o software Vsearch (v2.3.4). Tabelas de características e sequências foram derivadas após a desreplicação com DADA2. Para análises de diversidade alfa e beta, as sequências foram normalizadas por seleção aleatória para garantir uniformidade entre as amostras. A classificação taxonômica foi realizada com base no banco de dados SILVA (versão 138), e a abundância relativa de cada característica foi normalizada por amostra. A diversidade alfa, avaliada usando Good's Coverage, índice Chao1, espécies observadas, índice de Shannon e índice de Simpson, foi calculada com QIIME2 para avaliar a complexidade da diversidade de espécies dentro de cada amostra. A diversidade beta foi plotada por análise de coordenadas principais (PCoA) com base nas distâncias UniFrac ponderadas e calculada pelo QIIME2, os gráficos foram gerados pelo pacote R. O alinhamento de sequências foi realizado usando Blast, com sequências representativas anotadas via banco de dados SILVA. Visualizações adicionais de dados foram geradas usando o pacote R versão 3.5.2. Com base nas informações estatísticas de abundância de espécies obtidas, foram realizadas análises diferenciais entre grupos de comparação. Especificamente, para comparações entre dois grupos de amostras com réplicas biológicas, foi empregado o teste U de Mann–Whitney. A predição funcional das comunidades bacterianas foi realizada usando PICRUSt2, que utiliza bancos de dados KEGG para inferir vias metabólicas potenciais. A significância estatística da variabilidade das vias entre os grupos de amostras foi analisada usando STAMP, empregando um teste t. O limiar de significância para todas as análises estatísticas foi definido em p < 0,05 (*p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001).
Cultura e detecção microbiana
Swabs coletados das áreas AF de 5 pacientes AGA foram uniformemente espalhados em placas de ágar sangue Columbia para cultivo aeróbico e anaeróbico. Colônias bacterianas crescidas sob essas condições foram observadas sob uma lâmpada de Wood. Colônias emitindo fluorescência vermelha foram isoladas sob as mesmas condições de cultivo para cultivo posterior. Culturas de colônias bacterianas individuais em várias placas de ágar foram submetidas à análise de Espectrometria de Massas por Ionização e Dessorção a Laser Assistida por Matriz (MALDI-TOF MS) usando o BRUKER MALDI-TOF MIRCROFLEX LT/SH (Bruker Corporation, Alemanha) para identificação de espécies. Atenção especial foi dada às colônias que emitiam fluorescência vermelha, que foram submetidas à coloração de Gram e exame microscópico. Os espectros de massa brutos adquiridos foram comparados com a IVD Library para discernir as espécies bacterianas nas amostras. Um escore de confiança ≥1,7 foi considerado relativamente confiável. Nas colônias fluorescentes vermelhas identificadas apresentadas abaixo, todas tiveram escores de confiança ≥1,7.
RESULTADOS
Observação clínica de pacientes
A observação da AGA (Figura 1A) com uma FUV revelou áreas distintas de fluorescência e não fluorescência (Figura 1B,C). Fluorescência vermelha significativa foi observada nas áreas fluorescentes, enquanto as regiões do couro cabeludo não fluorescentes não apresentaram fluorescência, criando um contraste nítido.
Fotografia clínica e imagens dermatoscópicas com emissão ultravioleta de pacientes com alopecia androgenética (AGA). Uma fotografia clínica de um paciente atendendo aos critérios de inclusão (A), juntamente com observações dermatoscópicas da área fluorescente da AGA (AF, B) e área não fluorescente da AGA (ANF, C).
Diversidade microbiana do couro cabeludo
Avaliamos a diversidade alfa de nossas amostras usando a cobertura de Good, o índice de Chao1, espécies observadas, o índice de Shannon e o índice de Simpson (Figura 2A). A cobertura de Good indicou a representatividade de nossos resultados de sequenciamento em relação à composição real da amostra, e nossos achados demonstraram uma alta cobertura de sequenciamento (>99%). Utilizando o índice de Chao1 e espécies observadas, que são empregados principalmente para estimar o número de espécies dentro de uma comunidade, a análise revelou que não houve diferenças significativas no número de espécies entre os grupos AF e ANF (todos p > 0,05). O índice de Shannon e o índice de Simpson, que consideram tanto a riqueza quanto a uniformidade das espécies, revelaram que o grupo AF foi significativamente menor do que os grupos ANF (todos p < 0,05). Isso sugeriu que, apesar do número semelhante de espécies entre os dois grupos, a uniformidade no grupo AF era menor.
Diversidade alfa e diversidade beta de bactérias na área fluorescente da alopecia androgenética (AGA) (AF) e na área não fluorescente da AGA (ANF). A diversidade alfa (A) reflete a riqueza e uniformidade de espécies em um determinado ambiente e inclui o índice de Chao1, espécies observadas, o índice de Shannon e o índice de Simpson. A análise de coordenadas principais (PCoA, B) baseada na distância UniFrac ponderada reflete a heterogeneidade intergrupo, e os pontos de diferentes cores neste gráfico de PCoA representam amostras de diferentes grupos. Cada ponto simboliza uma amostra individual do microbioma da pele. A significância das diferenças na diversidade alfa foi avaliada usando o teste U de Mann–Whitney (*p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001).
A diversidade beta refletiu a heterogeneidade intergrupo. Dado que todas as amostras foram coletadas do ambiente do couro cabeludo, utilizamos a matriz de distância UniFrac ponderada para avaliar a diversidade beta das amostras. Os resultados da PCoA demonstraram sobreposições e separações correspondentes entre os dois grupos (Figura 2B).
Composição da comunidade bacteriana do couro cabeludo
Analisamos a composição bacteriana de dois grupos de amostras em vários níveis. O seguinte focou principalmente nos níveis de filo e gênero (Figura 3). No nível de filo, Actinobacteriota, Firmicutes e Proteobacteria foram os mais comuns, representando coletivamente mais de 90% da composição total (Figura 3A). A análise de diferença significativa no nível de filo (Figura 3B) revelou que a abundância relativa de Actinobacteriota no grupo AF foi significativamente maior do que no grupo ANF. Por outro lado, a abundância relativa de Proteobacteria foi maior no grupo ANF do que no grupo AF. Outros filos com diferenças estatisticamente significativas estavam presentes em abundâncias relativas menores.

Análise combinada da composição microbiana e da abundância relativa de táxons bacterianos individuais na área fluorescente da alopecia androgenética (AGA) (AF) e na área não fluorescente da AGA (ANF). Os gráficos de barras empilhadas mostram a composição das 10 principais espécies nos níveis de filo (A) e gênero (C) para dois grupos. Uma análise mais detalhada revela os achados específicos para táxons bacterianos chave. A abundância relativa de Actinobacteriota (B) e Cutibacterium (D) nos grupos AF e ANF ilustra essas diferenças. Para comparações entre os dois grupos, foi utilizado o teste U de Mann–Whitney (*p < 0,05).

No nível de gênero, Cutibacterium e Staphylococcus foram os gêneros predominantes nos grupos AF e ANF. No grupo AF, suas proporções foram de 34,06% e 23,99%, respectivamente, enquanto no grupo ANF, apresentaram abundâncias comparáveis de 21,36% e 20,14% (Figura 3C). A análise de diferença significativa no nível de gênero (Figura 3D) revelou uma mudança notável na abundância relativa de Cutibacterium entre os dois grupos. A abundância de outros gêneros diferencialmente abundantes foi menor.

Predição funcional da microbiota

Para avaliar as mudanças funcionais no microbioma do couro cabeludo, o algoritmo PICRUSt2 foi empregado para interpretar as informações das sequências do gene 16S rRNA, facilitando a predição das atividades metabólicas (Figura 4). Em comparação ao grupo ANF, o grupo AF demonstrou um enriquecimento pronunciado de várias vias metabólicas, incluindo a supervia da biossíntese de heme a partir do glutamato, biossíntese de 6‐hidroximetil‐diidropterina difosfato, biossíntese de tetrapirrol II (a partir da glicina) e biossíntese de heme I (aeróbica). Em contraste, o grupo ANF exibiu um maior enriquecimento em vias, incluindo, mas não se limitando a, supervia da biossíntese de L‐aspartato e L‐asparagina, biossíntese de biotina I e supervia da biossíntese de L‐metionina (por sulfidrilaçao).

Avaliação de grupos bacterianos distintos usando análise de vias KEGG para identificar vias que apresentam diferenças significativas entre a área fluorescente da alopecia androgenética (AGA) (AF) e a área não fluorescente da AGA (ANF). Os principais itens são apresentados, com seus respectivos intervalos de confiança de 95% e valores de p.
Cultivo de bactérias de swab do couro cabeludo e colônias fluorescentes vermelhas observadas sob lâmpada de Wood

As colônias cultivadas que exibiam fluorescência vermelha foram examinadas com uma lâmpada de Wood. Essas colônias fluorescentes vermelhas distintas foram isoladas e cultivadas sob condições uniformes (anaeróbicas ou aeróbicas) até a formação de colônias puras, que foram então reexaminadas sob a lâmpada de Wood (Figura 5A, D‑G, J). Sob condições anaeróbicas, três variedades de colônias fluorescentes vermelhas foram discernidas. A primeira variedade foi identificada como Cutibacterium spp. (Figura 5A–C), caracterizada como bactérias Gram‑positivas (Figura 5B). A segunda variedade foi especificamente identificada como Cutibacterium acnes (C. acnes), também Gram‑positiva (Nota: devido à sobreposição das imagens de colônias fluorescentes vermelhas entre Cutibacterium spp. e C. acnes, e à clareza superior da primeira, imagens adicionais de C. acnes não são incluídas para evitar redundância). A terceira variedade foi identificada como Staphylococcus epidermidis (S. epidermidis) (Figura 5D–I), que também era Gram‑positiva (Figura 5H). Curiosamente, S. epidermidis cultivado anaerobicamente exibiu inicialmente uma fluorescência vermelha fraca, que se intensificou significativamente em minutos após a exposição ao ar. As imagens ilustraram uma intensificação progressiva da fluorescência vermelha em S. epidermidis, começando imediatamente após a exposição ao ar (Figura 5D), depois observada em intervalos de 30 s (Figura 5E), a 1 min (Figura 5F) e finalmente a 2 min (Figura 5G). Esse resultado estava alinhado com as descobertas de Xu et al. As colônias fluorescentes vermelhas cultivadas aerobicamente foram identificadas como Micrococcus spp. (Figura 5J–L) e eram Gram‑positivas (Figura 5K).
Colônias que exibiam fluorescência vermelha sob uma lâmpada de Wood foram analisadas, revelando suas características por meio de coloração de Gram e identificação por espectrometria de massa. Em condições anaeróbicas, três tipos de colônias fluorescentes vermelhas foram detectados. O primeiro tipo foi identificado como Cutibacterium spp. (A–C), evidenciado por seus resultados de coloração de Gram (B) e validado por espectrometria de massa (C). O segundo tipo foi especificamente confirmado como Cutibacterium acnes, exibindo propriedades características de Gram-positivas. (Nota: Devido à sobreposição das imagens de colônias fluorescentes vermelhas entre Cutibacterium spp. e Cutibacterium acnes, e à clareza superior da primeira, imagens adicionais de Cutibacterium acnes não foram incluídas para evitar redundância). O terceiro tipo, Staphylococcus epidermidis (D–I), demonstrou um aumento notável na fluorescência vermelha quando exposto ao ar. Essa mudança foi documentada sequencialmente: imediatamente após a exposição ao ar (D), depois em 30 s (E), 1 min (F) e finalmente em 2 min (G). Isso foi complementado pela coloração de Gram da colônia (H) e confirmado por espectrometria de massa (I). Para as colônias cultivadas aerobicamente, aquelas que exibiam fluorescência vermelha foram identificadas como Micrococcus spp. (J–L), com essa identificação sendo corroborada pela coloração de Gram (K) e confirmada adicionalmente por espectrometria de massa (L). (Nota: Os pontos roxos na imagem da cultura são reflexos das lâmpadas de Wood).
DISCUSSÃO
A fluorescência induzida por luz UV, juntamente com outras técnicas baseadas em fluorescência, é fundamental na dermatologia para diagnóstico e tratamento. Em nosso estudo, a análise de swabs do couro cabeludo revelou uma presença significativamente maior de Cutibacterium no grupo AF em comparação com o grupo ANF. Culturas microbianas que emitiam fluorescência vermelha incluíram Cutibacterium spp., C. acnes, S. epidermidis e Micrococcus spp., alinhando-se com descobertas de pesquisas anteriores. No entanto, observamos inconsistências entre os resultados de cultura e sequenciamento, possivelmente devido a: (i) Diferenças nos meios de cultivo e na microecologia do couro cabeludo, onde o sequenciamento do gene 16S rRNA identificou micróbios de difícil cultivo, oferecendo uma representação mais fiel da composição microbiana. (ii) S. epidermidis fluoresceu após cultivo anaeróbico ao ser exposto a condições aeróbicas, situação não mimetizada nas observações clínicas de UVFD. (iii) Micrococcus spp. estava presente tanto no grupo AF quanto no ANF; no entanto, não houve diferença estatisticamente significativa entre eles, justificando uma exploração adicional de seu estado real no couro cabeludo. As discrepâncias na fluorescência observada entre culturas e colônias do couro cabeludo podem decorrer de fatores ambientais como sebo, outras bactérias, peptídeos antimicrobianos, metabólitos e umidade. Até onde sabemos, este é o primeiro estudo investigando a fluorescência vermelha do couro cabeludo na AGA.
Nossos achados sugerem uma forte correlação entre a fluorescência vermelha do couro cabeludo e bactérias, atribuída principalmente a espécies de Cutibacterium (identificadas posteriormente como C. acnes por espectrometria de massa). Estudos anteriores descobriram que C. acnes pode induzir inflamação. Por exemplo, a cocultura de frações de C. acnes com queratinócitos humanos levou a uma regulação positiva precoce de TLR-2 e TLR-4, acompanhada pelo aumento da expressão e secreção de MMP-9 pelos queratinócitos. Além disso, C. acnes poderia ativar o eixo de sinalização do interferon tipo I (IFN-I) em macrófagos humanos ao iniciar a via cGAS-STING. Relatos anteriores associaram a fluorescência vermelha facial sob luz ultravioleta à coproporfirina III (CPPIII) e protoporfirina IX (PPIX) produzidas por C. acnes. Nossa análise de predição funcional revelou que a via de biossíntese de tetrapirrol estava mais enriquecida na comunidade microbiana do grupo AF. Essa via desempenha um papel crítico na síntese de compostos porfirínicos, constituindo o processo fundamental para a construção do esqueleto das porfirinas. A biossíntese de tetrapirrol e a produção de porfirinas também estabelecem as bases para a síntese biológica do heme, potencialmente levando ao enriquecimento da via de biossíntese do heme no grupo AF. Portanto, é razoável especular que as porfirinas servem como base bioquímica para a fluorescência vermelha observada no couro cabeludo de pacientes com AGA. As porfirinas também podem induzir inflamação. Evidências mostraram que a exposição à coproporfirina III levou a um aumento na expressão de interleucina-8 (IL-8) em queratinócitos humanos dentro de 3 h, potencialmente desencadeando inflamação. Portanto, a fluorescência do couro cabeludo pode servir como um indicador do estado inflamatório do couro cabeludo.
Este uso potencial da fluorescência do couro cabeludo para indicar o estado inflamatório nos leva a explorar mais a fundo seu papel específico no contexto da AGA. Pesquisas atuais destacam a prevalência da inflamação ao redor dos folículos capilares miniaturizados na AGA, frequentemente mais acentuada em folículos severamente miniaturizados e na região ístmica. Um estudo separado revelou inflamação crônica em metade dos casos de AGA, caracterizada por linfócitos, histiócitos e ocasionais plasmócitos, com cerca de 40% das amostras apresentando um aumento na contagem de mastócitos. Tal inflamação, localizada ao redor dos capilares capilares e estruturas acessórias, pode interromper a função folicular e afetar o crescimento capilar. Ao contrário das amostras de controle, que exibiram crescimento capilar normal sem inflamação folicular, as áreas de transição da queda de cabelo na AGA mostraram reações imunológicas significativas. Essas reações foram particularmente marcadas pela infiltração de células T ativadas na parte inferior do infundíbulo do folículo capilar e pela presença de células inflamatórias na área do bulge. Tal atividade imunológica, especialmente em regiões críticas para a regulação do ciclo capilar e localização de células-tronco, pode ser um fator-chave que interrompe o crescimento normal do cabelo na AGA. Apesar de relatos variados sobre os locais específicos da inflamação, sua presença em qualquer parte do folículo capilar pode impactar o crescimento normal. Se houver uma correlação entre inflamação e alterações no microbioma do couro cabeludo, isso pode ser detectável através da observação de fluorescência vermelha.
Em nossa pesquisa, observamos fenômenos intrigantes. Apesar da espectrometria de massa confirmar a identidade da C. acnes, algumas colônias fluoresceram sob a lâmpada de Wood enquanto outras não durante o cultivo. A variação pode resultar de diferenças na subespécie e filogenia da C. acnes. Cepas do tipo I produziram mais porfirinas do que os tipos II e III, sendo que este último raramente fluoresce sob a lâmpada de Wood. De fato, diferentes subespécies de C. acnes coexistem na pele, influenciando a produção de porfirinas. Nossa espectrometria de massa não conseguiu distinguir essas subespécies, indicando a necessidade de mais pesquisas. Também notamos mudanças na fluorescência ao longo do tempo, provavelmente devido a variações no metabolismo bacteriano.
No entanto, existem limitações neste estudo. A literatura atual sobre fluorescência vermelha facial e do folículo capilar é inconsistente, com algumas teorias sugerindo uma conexão com a secreção de sebo. Nosso estudo aponta que os micróbios podem ser responsáveis por essa fluorescência, mas não explora sua relação com a produção de sebo. Além disso, a homogeneidade nas origens raciais e ambientes de vida dos participantes pode limitar a generalização dos achados, considerando a influência desses fatores nas composições microbianas. É possível que isso não reflita completamente a diversidade de toda a população humana.
O uso da lâmpada de Wood e da UVFD destaca a importância da fluorescência induzida por UV no diagnóstico e tratamento de doenças de pele. Portanto, compreender a origem da fluorescência vermelha observada no couro cabeludo sob luz UV é crucial. Nossa pesquisa sugere que essa fluorescência vermelha no couro cabeludo está associada a micróbios. O sequenciamento do gene 16S rRNA sugere Cutibacterium como uma fonte potencial, enquanto os resultados de cultivo associam Cutibacterium spp., C. acnes, S. epidermidis, Micrococcus spp. à fluorescência vermelha. Identificar quais metabólitos microbianos causam esse fenômeno e os comprimentos de onda específicos da fluorescência vermelha que eles emitem são perguntas que podemos explorar mais a fundo. Para o couro cabeludo, o que essa fluorescência vermelha significa? Esse fenômeno pode auxiliar no diagnóstico e tratamento de futuros problemas do couro cabeludo? Essas são perguntas que merecem reflexão. Em resumo, a microbiota do couro cabeludo está intimamente associada à saúde do couro cabeludo. A fluorescência vermelha observada não deve ser ignorada, pois a exploração contínua desse fenômeno certamente aprimorará nossa compreensão da saúde do couro cabeludo.

DECLARAÇÃO DE CONFLITO DE INTERESSES
Os autores declaram não haver conflitos de interesse.

APROVAÇÃO ÉTICA
O protocolo de pesquisa foi aprovado pelo Comitê de Revisão de Ética Médica do Hospital Popular Terceiro de Hangzhou (Número de Aprovação 2022KA059).

DECLARAÇÃO DE DISPONIBILIDADE DE DADOS
Os dados que sustentam os resultados deste estudo estão disponíveis com o autor correspondente mediante solicitação razoável.

REFERÊNCIAS
Evidência de uma contribuição poligênica para a alopecia androgenética
Aspectos genéticos e moleculares da alopecia androgenética
Microbioma do couro cabeludo e composição do sebo em indivíduos japoneses do sexo masculino com e sem alopecia androgenética
Análise comparativa do microbioma do couro cabeludo e intestinal na alopecia androgenética: um estudo transversal coreano
Alopecia masculina: um estudo histopatológico e histoquímico
Caracterização de infiltrados inflamatórios na alopecia masculina: implicações para a patogênese
Alopecia androgenética e microinflamação
Nova ultravioleta‐dermoscopia: diagnóstico precoce e avaliação da atividade do vitiligo
Um novo sinal com dermoscópio UV no diagnóstico de escabiose: sinal da bola
100 anos da lâmpada de Wood revisada
Tinea capitis visualizada com lâmpada de Wood
O sebo humano é a fonte da fluorescência vermelha folicular da pele induzida por ultravioleta? Um estudo celular a histológico
Dermoscopia, microscopia confocal de reflectância e coloração por fluorescência para o diagnóstico não invasivo de escabiose crostosa
Isolamento e caracterização de diversos representantes microbianos do microbioma da pele humana
Indução de receptores toll‐like por Propionibacterium acnes
A infecção por Cutibacterium acnes induz a síntese de interferon tipo I através da via cGAS‐STING
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Fluorescência vermelha dos comedões: produção de porfirinas por Corynebacterium acnes
Avanços recentes na produção microbiana de compostos de alto valor na via de biossíntese de tetrapirrol
Interdependência do metabolismo de tetrapirrol, da geração de estresse oxidativo e da resposta mitigadora ao estresse oxidativo
Biossíntese do heme e as porfirias
Indução de uma resposta quimioatraente de citocinas pró-inflamatórias após estimulação de queratinócitos com Propionibacterium acnes e coproporfirina III
Produção e regulação de porfirinas em Propionibactérias cutâneas
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O equilíbrio dos elementos metagenômicos molda o microbioma cutâneo na acne e na saúde [correção publicada aparece em Sci Rep. 2020 Apr 2;10(1):6037]
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